ga. Kahel temperatuuril määratud keskmistest kiiruskonstantidest ( tavaliselt sooritab katse teisel temperatuuril teine üliõpilane) arvutatakse antud reaktsiooni aktiveerimisenergia ja Arrheniuse võrrandi eksponendieelne kordaja. Kui teisel temperatuuril ei ole kiiruskonstanti määratud, esitatakse ainult aktiveerimisenergia ja eksponendieelse teguri arvutusvalemid. Katse 1. Kõigepealt soojendasin 100ml kolvis olevas destilleeritud vee 30 kraadini, seejärel pipeteerisin 6ml etaanhappe anhüdriidi 50ml-sesse kolbi ja täitsin kriipsuni 30 kraadise destveega. c0=0,188 V T= 30oC Lahustumise lõpp=60s Reaktsiooni algus=30s Stopperi näit juhtivuse mõõtmise alustamisel : 3,208 min 30/60=0,5min, Stopperi ja juhtivuse ajaline samm on 3,208-0,5=2,708 min Tabelis arvutatud aeg minutites on oluline graafiku jaoks. 1 - 0 k = ln t - t ln ( - t ) - t Time seconds Channel 1 Juhtivus Jrk nr Aeg V S t+2,708
mol /ml (1 mol = 181g = 0,181 mg). Kasutades olemasolevat kaliibrimissirget A (D) versus CTyr leitakse absorbtsiooni väärtuste järgi türosiini kontsentratsioon kindlatel aegadel reaktsioonisegust võetud proovides. Töö käik · Kaalusin 0.0076 g tahke proteaasi (alealase) preparaati, valasin selle gradueeritud katseklaasi ning lisasin vajaliku koguse puhvrit, et lahuse üldmaht oleks 5 ml. Segasin lahust proteaasi lahustumiseks 5 minuti vältel. · Samal ajal pipeteerisin suurde katseklaasi 25 ml 2% kaseiini lahust ning panin selle 10 minutiks termostaati 30 kraadi juurde soojenema. · Sel ajal, kui kaseiini lahus termostaadis soojenes, võtsin 4 katseklaasi, nummerdasin ning pipeteerisin igaühte 3 ml 5% trikloroäädikhapet. · Kui termostaadis olev lahus oli piisavalt soojenenud, lisasin sellele 1 ml proteaasilahust, loksutasin korralikult ja kiiresti ning võtsin reaktsioonisegu ml segu ning pipeteerisin selle esimesse
· Tundmatuks prooviks oli värskest sidrunist pressitud sidrunimahl, millest tegin lahjenduse . · Filtreerisin sidrunimahla viljalihast. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimisgraafiku koostamine Kindlakontsentratsiooniliste glükoosilahuste valmistamisel lähtutakse glükoosi standard- lahusest, mis sisaldab glükoosi täpselt . · Standardlahusest valmistasin kolm lahjemat glükoosilahust ehk lahjendust järgmiselt. kontsentratsiooniga standardlahust pipeteerisin sobiva suurusega katseklaasi 2,5 ml, millele pipeteerisin 7,5 ml destilleeritud vett. Katseklaasi sulgesin korgiga ning loksutasin glükoosilahust kontsentratsiooni ühtlustamiseks. Tehtud lahjendusest pipeteerisin 5 ml lahjendatud glükoosilahust teise kuiva katseklaasi ning pipeteerisin sinna sama palju destilleeritud vett. Jällegi sulgesin katselaasi korgiga ja loksutasin kontsentratsiooni ühtlustamiseks
Töö käik: Määran glükoosisisaldust tundmatus proovis (greibimahl). Kasutan tööreaktiivi, mis sisaldab ensüüme GOD ja POD, kromogeenset substraati K3[Fe(CN)6] ja fosfaatpuhvrit pH väärtusega 6, sest reaktsioon toimub happelises keskkonnas. Töö reaktiiv on ettevalmistatud, materjalide kokkuhoiu mõttes. Uuritava proovi (greibimahla lahjendus) ettevalmistamine: Valmistasin greibimahlast 1:100 lahjenduse. Selleks pipeteerisin automaatpipetiga 0,5 ml pigistatud greibi mahla 50 ml kolbi, täitsin kolvi kriipsuni destilleeritud veega ning loksutasin segamini. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimisgraafiku koostamiseks: Valmistasin 1,0 mg/ml kontsentrasiooniga glükoosi lahusest 3 lahjendust: 0,25, 0,125 ja 0,062 mg/ml. 0,25 mg/ml lahjendus: pipeteerisin puhtasse katseklaasi 2,5 ml glükoosi standardlahust ja lisasin dest. vett 7,5 ml, panin katseklaasi korgi peale ja loksutasin.
Glükoosilahuste valmistamine kalibreerimisgraafiku koostamiseks Glükoosi kontsentratsiooni kindlakstegemiseks tuleb esmalt koostada kalibreerimisgraafik lainepikkusel = 410 nm. Glükoosilahuste valmistamisel lähtutakse glükoosi standardlahusest, milles on glükoos 1,0 mg/ml. Selleks valmistasin standardlahusest kolm lahjemat glükoosilahust kontsentratsioonidega 0,25 mg/ml, 0,125 mg/ml ja 0,062 mg/ml. Lahjenduste valmistamiseks võtsin 3 puhast katseklaasi. Esimesse katseklaasi pipeteerisin 2,5 ml glükoosi standardlahust ning 7,5 ml destilleeritud vett ning loksutasin hoolikalt ühtlase kontsentratsiooni saamiseks. Selle tulemusel sain 0,25 mg/ml kontsentratsiooniga lahuse. Teise katseklaasi pipeteerisin 5 ml 0,25 mg/ml kontsentratsiooniga lahust ning 5 ml destilleeritud vett, mille tulemusel sain 0,125 mg/ml kontsentratsiooniga lahuse. Loksutasin lahust hoolikalt. Kolmandasse katseklaasi pipeteerisin teist katse klaasist 5 ml 0,125 mg/ml
sisaldab ensüüme POx ja GOx, kromogeenset substraati kaaliumheksatsüanoferraati(II) ja reaktsioonide kulgemiseks vajaliku keskkonna loomiseks fosfaatpuhvrit pH väärtusega 6,0. Töötasin ettevalmistatud tööreaktiiviga. Uuritava lahuse (tundmatu proovi) ettevalmistamine Uuritavaks lahuseks ehk tundmatuks prooviks, milles tuli määrata glükoosi kontsentratsioon, oli minu katse puhul sidrunimahl. Sidrunimahlast tuli valmistada 25-kordne lahjendus. Selleks pipeteerisin gradueeritud katseklaasi 1 mL sidrunimahla ja ülejäänud 24 mL täitsin destilleeritud veega. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimisgraafiku koostamiseks Glükoosi standardlahus sisaldab 1,0 mg/mL glükoosi. Standardlahusest valmistasin 3 lahjendust kontsentratsioonidega 0,25 mg/mL, 0,125 mg/mL ja 0,062 mg/mL. Lahjendamisel lähtsuin põhimõttest, et lahjendamiseks võetud standardlahuse mahus ja lahjendatud lahuse lõpmahus sisaldub võrdne ainehulk. Lahjendatud lahuse mahuks oli 10 mL
Glukoosi standartlahust valmistasin 1,0 mg/ml glukoosi konts. Lahusest. Valmistasin kolm lahjendust, mille glukoosi konts. On vastavalt 0,25 mg/ml, 0,125 mg/ml ja 0,062 mg/ml. Lahjenduste valmistamiseks votsin kolm puhast katseklaasi, kuhu pipeti abil mootsin eelnevalt valjaarvutatud kogus glukoosi standartlahust ja lisasin dest. vett margini. Katseklaasi sulasin korgiga ja hoolikalt loksutasin. Reaktsiooni labiviimine. Katseklaas nr.1: Pipeteerisin 1 ml distileeritud vett.(kontrollproov) Katseklaasid nr.2,3: Pipeteerisin 1 ml uuritavat lahust (paralleelproovid) Katseklaas nr.4: Pipeteerisin 1 ml glukoosisisaldus 0,25 mg/ml kontsentratsiooniga. Katseklaas nr.5: Pipeteerisin 1 ml glukoosisisaldus 0,125 mg/ml kontsentratsiooniga. Katseklaas nr.6: Pipeteerisin 1 ml glukoosisisaldus 0,062 mg/ml kontsentratsiooniga. Igasse katseklaasi pipiteerin 3 ml tooreaktiivi ja loksutan kohe, et saavutada uhtlast kontsentratsiooni
K4[Fe(CN)6] 0,1%-list lahust koguses, mis on vajalik kolvi täitmiseks kuni lõppmahuni. 2)Uuritavaks lahuseks oli sidruni vesilahus, mille lahjendus oli 1/100. 3) Kindlakontsentratsiooniliste glükoosilahuste valmistamisel kasutasinstandardlahust, mis sisaldas glükoosi täpselt 1,0 mg/ml. Standardlahusest valmistatasin kolm lahut, mille kontsentratsioon oli 0,25 mg/ml, 0,125 mg/ml ja 0,062 mg/ml. Selleks võtsin kolm katseklaasi ning esimesse pipeteerisin standardlahust 2,5 ml ning lisasin 7,5 ml dest.vett. Teises katseklaasis tegin esimesest kahekordse lahjenduse ning kolmandas teisest kahekordse lahjenduse. 4) Võtsin kuus puhast katseklaasi. Katseklaasi nr1 pipeteerisin 1 ml destilleeritud vett, katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteerisin 1 ml uuritavat lahust, katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteerisin igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi pipeteerisin 3 ml tööreaktiivi ja loksutasin koheselt
4. Kontrollisin lahuse pH väärtust universaalindikaatorpaberiga, ei olnud vaja lahust neutraliseerida. 5. Täitsin kolvi märgini külma dest. veega, sulgesin korgiga ja loksutasin. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimisgraafiku koostamiseks: 1. Valmistasin 1,0 mg/ml kontsentrasiooniga glükoosi lahusest 3 lahjendust: 0,25, 0,125 ja 0,062 mg/ml. 2. Alglahuses ja lahjenduses sisaldub üks ja sama ainehulk: Cst * Vst = Clahj * Vlahj. 3. 0,25 mg/ml lahjendus: pipeteerisin puhtasse katseklaasi 5 ml glükoosi standardlahust ja lisasin dest. vett 15 ml, panin katseklaasi korgi peale ja loksutasin. Sain 20 ml 1. lahjendust. 4. 0,125 mg/ml lahjendus: pipeteerisin katseklaasi 5 ml 0,25 mg/ml lahjendust ja lisasin sellele 5 ml destilleeritud vett, loksutasin. Sain 10 ml 2. lahendust. 5. 0,062 mg/ml lahjendus: pipeteerisin katseklaasi 5 ml 0,125 mg/ml lahendust ja lisasin 5 ml destilleeritud vett. Sain 10 ml 3. lahjendust.
vesilahus). Invertaasi aktiivsus määratakse mikrokatalites 1 ml ensüümilahuse kohta. Antud katses kasutatakse invertaasi asemel vedelat invertiini. Töö käik: Suurde katseklaasi (50 ml katseklaas) pipteerisin sahharoosi hüdrolüüsiks 25 ml 7%-list sahharoosi lahust, mille pH on atsetaatpuhvi abil reguleeritud väärtusele 4,8. Lahus asetasin vesitermostaati 30°C juurde soojenema umbes 5 10 minutiks. Kolme 250 ml koonilisse kolbi pipeteerisin 10 ml komplekslahust. Invertaasi asemel kasutasin vedelat invertiini. Valmistasin invertiini 20 kordse lahjenduse. Selleks pipeteerisin katseklaasi 0,5 ml invertiini ja pipeteerisin juurde 9,5 ml atsetaatpuhvrit. Umbes 10 minuti pärast lisasin temperatuurile 30 C termostateeritud sahharoosi lahusele 0,5ml invertiini lahuse lahjendust. Loksutasin ja fikseerisin ensüümreaktsiooni alguse kellaaja. Koheselt peale ensüümi lisamist võtsin kuiva pipetiga 1 ml hüdrolüüsisegu ja
25 ml tööreaktiivi koosnes: 2,5 mg glükoosi oksüdaasi 1,5 mg peroksüdaasi 16,6 ml 0,2 M fosfaatpuhvrit pH=6 K4[Fe(CN)6] 0,1% lahust koguses, mis on vajalik kolvi täitumist lõppmahuni Uuritava lahuse (tundmatu proovi) ettevalmistamine Uuritavaks lahuseks ehk tundmatuks prooviks, milles tuli määrata glükoosi kontsentratsioon, oli minu katse puhul apelsinimahl. Apelsinimahlast tuli valmistada 250-kordne lahjendus. Selleks pipeteerisin gradueeritud katseklaasi 1 mL apelsinimahla ja ülejäänud 24 mL täitsin destilleeritud veega. NB. Apelsinimahla puhul pole selline lahjendus reaalne, sEllest ka lõpptulemuse ebaõige suurusjärk. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimislahustesirge koostamiseks Glükoosi standardlahus sisaldab 1,0 mg/mL glükoosi. Standardlahusest valmistasin 3 lahjendust kontsentratsioonidega 0,25 mg/mL, 0,125 mg/mL ja 0,062 mg/mL.
destilleeritud vett 11. Sain glükoosi standardlahusest kolm lahjendust kontsentratsioonidega: a) 0,25 mg/ml b) 0,125 mg/ml c) 0,062 mg/ml 12. Panen statiivi 6 kuiva ja puhast katseklaasi. Tähistasin need: 1, 2a, 2b, 3, 4, 5 NULLPROOV näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni Katseklaas Sooritatud tegevus KATSEKLAAS 1 (NULLPROOV!) Pipeteerisin 1 ml destileeritud vett + 3 ml tööreaktiivi + loksutasin ühtlase kontsentratsiooni saamiseks KATSEKLAAS 2a (PARALLEELPROOV!) Pipeteerisin 1 ml uuritavat lahust + 3 ml tööreaktiivi + loksutasin ühtlase kontsentratsiooni saamiseks KATSEKLAAS 2b (PARALLEELPROOV!) Pipeteerisin 1 ml uuritavat lahust + 3 ml
komplekt, Na-kationiitfilter, elektripliit, etalonlahuste komplekt iooni kontsentratsiooni määramiseks. Kasutatud ained: 0,025 M soolhape, 0,025 M ja 0,005 M triloon-B lahus, puhverlahus (), indikaatorid metüülpunane või metüüloranz ja kromogeenmust ET-00, 10% BaCl 2 lahus, ~0,5 M HCl lahus tiitrimisnõude pesemiseks. Töö käik A. iooni sisalduse (KK) määramine Enne pipeteermist loputasin pipetti paar korda uuritava veega ning kolbi destilleeritud veega. Pipeteerisin kolbi 100 mL uuritavat vett ning lisasin 4 tilka indikaatorit (metüülpunast). Peale büreti töökorda seadmist alustasin tiitrimisega. Selleks kasutasin 0,025 M soolhappelahust. Lugesin büretilt tiitrimiseks kulunud soolhappe ruumala. Kordasin tiitrimist 5 korda. B. Ca2+ + Mg2+ ioonide sisalduse (ÜK) määramine Mõõtsin koonilisse kolbi 100 mL uuritavat lahust, lisasin 5 mL puhverlahust ning natuke indikaatorit ET-00. Lahus värvus lillaks.
glükoosi standardlahust ja 7,5 ml destilleeritud vett. 3. Teise võtsin 5 ml lahust esimesest katseklaasist ja lisasin 5 ml destilleeritud vett 4. Kolmandasse võtsin 5 ml teisest katseklaasist ja lisasin 5 ml vett. 5. Saadud lahjendusi loksutasin hoolikalt läbi. Reaktsiooni tööreaktiiviga viisin läbi katseklaasides toatemperatuuril. 1. Selleks asetasin statiivile 6 puhast kuiva katseklaasi ja märkisin need numbritega. 2. Katseklaasi nr. 1 pipeteerisin 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov) 3. Katseklaasidesse 2 ja 3 pipeteerisin 1ml melonimahla lahust (paralleelproovid) 4. Katseklaasidesse 4, 5, 6 pipeteerisin igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust ( lahjendused) 5. Igasse klaasi pipeteerisin veel 3 ml tööreaktiivi ja loksutasin hoolikalt. 6. Hoidsin katseklaase 20 minutit toatemperatuuril. Glükoosi sisaldavad lahused värvusid nõrgalt helekollaseks. 7
elektripliit, Kasutatud ained: 0,025M HCl; 0,005M ja 0,025M triloon-B lahus; metüülpunane (mp) ja kromogeenmust (ET-00) indikaatoritena, 10% NaCl2 lahus, puhverlahus (NH4Cl+NH3*H2O),ca 0,5M HCl lahus nende nõude pesemiseks, milles vett keedeti ( katlakivi eemaldamiseks). Katsed: 1)HCO3(-) iooni sisalduse ehk karbonaatse kareduse määramine Loputasin 100ml pipeti kaks korda uuritava veega (ehk külma kraaniveega), koonilised kolvid loputasin destilleeritud veega. Pipeteerisin 250ml koonilisse kolbi 100 ml kraanivett, lisasin 3 tilka metüülpunast. Tiitrisin 0,025M HCl lahusega (HCO3 ioonid reageerivad HCl-ga, HCO3(-) seob prootoni H+) vett kolvis pidevalt segades (loksutades), alguses oli lahus kollane, soolhappelahust lisades muutus see oransiks- üleminekuvärvus. Kui lahus oli muutunud oransiks hakkasin tiitrima ettevaatlikult, tilkhaaval, kuni lahus oli lillakasroosa ning HCl-i lisades värvus enam ei muutunud
taandub kompleksis sisalduv Cu(II) Cu(I)-ks, moodustades vask(I)oksiidi, mis eraldub reaktsioonisegust punase sademena ja lahusesse jääb ekvivalentses koguses vaba triloon B. Reaktsioonil vabanenud triloon B määratakse tiitrimisel 0,02M vasksulfaadi lahusega, kasutades indikaatorina mureksiidi vesilahust. Töö käik: 1. Sahharoosi hüdrolüüsi läbiviimiseks kasutasime suuremat katseklaasi, kuhu pipeteerisin 25 ml 7% sahharoosi lahust, mis oli substraadiks ja mille pH oli 4,8. Lahuse asetasin vesitermostaati 30 kraadi juurde soojenema. 2. Valmistasin ette kolvid taandavate suhkrute sisalduse määramiseks. Pipeteerisin kolme koonilisse kolbi 250 ml komplekslahust. 3. Tahket invertaasi kaalusin 24,5 mg ja lahustasin 0,5 ml atsetaat puhvris. 4. Kui sahharoosi lahus oli küllalt soojenenud lisasin termostateeritud sahharoosi
kareduse kõrvaldamine Na-kationiitfiltriga Kasutatud mõõteseadmed, töövahendid ja kemikaalid Kasutatavad ained:0.1M soolhape, 0.025 M ja 0.005 M triloon-B lahus, puhverlahus (NH4Cl + NH3·H2O), indikaatorid metüülpunane (mp) või metüüloranzˇ (mo) ja kromogeenmust ET-00. Vahendid: Suurem (500-750 cm3) kooniline kolb vee hoidmiseks, koonilised kolvid (250 cm 3) tiitrimiseks, pipett (100 cm3), büretid (25 cm3), mõõtsilinder (25 cm3), Na-kationiitfilter. Töö käik A Pipeteerisin koonilisse kolbi 100 cm3 uuritavat vett, lisasin 3-4 tilka indikaatorit mo või mp. Seadsin töökorda büreti ning täitsin 0,1 M soolhappelahusega nullini. Tiitrisin 0,1 M soolhappelahusega, ja segasin kolvis olevat vett pidevalt ja intensiivselt ringikujuliste liigutustega. Stöhhiomeetrilises punktis muutub vee värvus kollasest üle oranzˇi punaseks. Oluline oli lõpetada tiitrimine täpselt (ühe tilga täpsusega) siis, kui punane värvus jäi püsima viimase tilga lisamisel.
Etalonlahuste komplekt Kasutatud ained: 0,025 M soolhape, 0,025 M ja 0,005 M triloon-B lahus, puhverlahus (NH4Cl + NH3H2O), indikaatorid metüülpunane (mp) ja kromogeenmust ET-00, 10% BaCl2 lahus; ~0,5 M HCl lahus tiitrimisnõude pesemiseks. Kasutatud uurimis- ja analüüsimeetodid ning metoodikad. A) HCO3- iooni sisalduse (KK) määramine: 1. Loputasin 100 mL pipetti 2...3 korda vähese koguse uuritava veega. Koonilist kolvi loputasin destilleeritud veega. Pipeteerisin koonilisse kolbi 100 mL uuritavat vett, lisasin 5 tilka indikaatorit mp. 2. Seadsin töökorda büreti, kõrvaldades õhumullid ning täites selle 0,025 M soolhappelahusega. 3. Tiitrisin 0,025 M soolhappelahusega, seejuures segasin kolvis olevat vett pidevalt ja intensiivselt ringikujuliste liigutustega. Stöhhiomeetrilises punktis muutus vee värvus kollasest üle oranzi punaseks. Lõpetasin tiitrimise ühe tilga täpsusega siis, kui punane värvus jäi püsima viimase tilga lisamisel
Töö käik 1. Valmistasin sobiva kontsentratsiooniga ensüümi lahuse. Uurisin vedelat preparaati, seega lisasin 0,25 ml vedelat preparaati pipetiga gradueeritud katseklaasi, millele lisasin atsetaatpuhvrit (pH=4,8) kuni lahuse maht oli 10 ml. Seega teostasin 40 x lahjenduse. Sulgesin katseklaasi korgiga ja loksutasin lahust kontsentratsiooni ühtlustamiseks. 2. Võtsin 50 ml mahuga katseklaasi, kuhu pipeteerisin 25 ml substraati, milleks oli 7% sahharoosi lahus atsetaatpuhvris(pH=4,8). Katseklaasile panin korgi peale ning asetasin 10 minutiks vesitermostaati 30±1C° juurde. 3. Võtsin kolm 250 ml koonilist kolbi, kuhu pipeteerisin 10 ml komplekslahust, milleks oli Cu(II)-triloon B kompleks. 4. Kui substraat saavutas termostaadis vastava temperatuuri, lisasin 1 ml uuritavat töölahust, loksutasin
Kasutades olemasolevat kaliibrimissirget A (D) versus CTyr leitakse absorbtsiooni väärtuste järgi türosiini kontsentratsioon kindlatel aegadel reaktsioonisegust võetud proovides. Töö käik Kaalusin 0.02 g tahke proteaasi (esperaas) preparaati, valasin selle gradueeritud katseklaasi ning lisasin vajaliku koguse puhvrit, et lahuse üldmaht oleks 5 ml. Segasin lahust proteaasi lahustumiseks 5 minuti vältel. Samal ajal pipeteerisin suurde katseklaasi 25 ml 2% kaseiini lahust ning panin selle 10 minutiks termostaati 30 kraadi juurde soojenema. Sel ajal, kui kaseiini lahus termostaadis soojenes, võtsin 4 katseklaasi, nummerdasin ning pipeteerisin igaühte 3 ml 5% trikloroäädikhapet. Kui termostaadis olev lahus oli piisavalt soojenenud, lisasin sellele 1 ml proteaasilahust, loksutasin korralikult ja kiiresti ning võtsin reaktsioonisegu ml segu ning pipeteerisin selle esimesse nummerdatud katseklaasi TKÄ-ga
Jagasin saadud lahuse kaheks. Ühele osale lisasin tahket naatriumetanaati, loksutasin ja võrdlesin lahuste värvusi. Valasin katseklaasi 4 mL vett ja lisasin sellele 3 tilka 2 M ammoniaagi vesilahust ja 2 tilka fenoolftaleiini. Jagasin lahuse kaheks. Ühele osale lisasin tahket ammooniumkloriidi, loksutasin ja võrdlesin lahuste värvusi. Soolhappe kontroll-lahuse täpse kontsentratsiooni määramine tiitrimisega Pipeteerisin 250 mL koonilisse kolbi 10 mL õppejõult saadud HCl kontroll-lahust (lahus nr 10) ja lisasin 2 tilka fenoolftaleiini lahust. Täitsin büreti NaOH lahusega ning viisin läbi tiitrimise. Kordasin tiitrimist veel 2 korda, et saavutada kolm tulemust, mille NaOH mahtude erinevus ei oleks suurem kui 0,15 mL. pH mõõtmine ja arvutused Mõõtsin pH-meetriga õppejõult saadud lahuse pH. Tegin õppejõult saadud lahusest 10x lahjenduse. Selleks pipeteerisin 10 mL seda lahust 100
Kasutades olemasolevat kaliibrimissirget A (D) versus CTyr leitakse absorbtsiooni väärtuste järgi türosiini kontsentratsioon kindlatel aegadel reaktsioonisegust võetud proovides. Töö käik Kaalusin 0.005 g tahke proteaasi (amülaasi) preparaati, valasin selle gradueeritud katseklaasi ning lisasin vajaliku koguse puhvrit, et lahuse üldmaht oleks 5 ml Segasin lahust proteaasi lahustumiseks 5 minuti vältel. Samal ajal pipeteerisin suurde katseklaasi 25 ml 2% kaseiini lahust ning panin selle 10 minutiks termostaati 30 kraadi juurde soojenema. Sel ajal, kui kaseiini lahus termostaadis soojenes, võtsin 4 katseklaasi, nummerdasin ning pipeteerisin igaühte 3 ml 5% trikloroäädikhapet. Kolbidesse lisasin ettenähtud aegadel reaktsioonisegust võetud proovi. Kui termostaadis olev lahus oli piisavalt soojenenud, lisasin sellele 1 ml proteaasilahust, loksutasin
0.025 M 0.005 M triloon-B lahus puhverlahus (NH4Cl + NH3·H2O) indikaatorid metüülpunane (mp) kromogeenmust ET-00. Töövahendid Suurem (500 cm3) kooniline kolb vee hoidmiseks koonilised kolvid (250 cm3) tiitrimiseks pipett (100 cm3) büretid (25 cm3) mõõtsilinder (25 cm3) Na-kationiitfilter Lehtrid Keeduklaasid Töö käik Karbonaatse kareduse määramine Loputasin 100 cm3 pipett 3 korda uuritava veega(“Saaremaa vesi”). Koonilist kolbi loputasin destilleeritud veega. Pipeteerisin koonilisse kolbi 100 cm3 uuritavat vett, lisasin 4 tilka indikaatorit mp ja segu värvus muutus kollaseks. Seasin töökorda büretti – kõrvaldasin otsikust õhumullid ning täitsin 0,1 M soolhappelahusega nullini. Tiitrisin 0,1 M soolhappelahusega, seejuures segades kolvis olevat vett .Tiitrisin kuni värvus muutus punaseks, ehk happe neutraliseerimiseni (reaktsioon hape ja aluse vahel, mille tulemuseks on sool ja vesi). Loputasin koonilist kolbi destilleeritud veega ja kordasin
Selgelt lahust seejuures ei tekkinud, sest uurisin tehnilist ensüümipreparaati, mis lisaks ensüümivalkudele sisaldab ka muid valke ja täiteaineid. · Hiljem viisin katseklaasis oleva lahuse sobiva mahuni, milleks oli 5 mL ja lisasin katseklaasile korgi ja loksutasin seda, et ensüümi kontsentratsioon lahuses ühtlustuks. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine · Võtsin 50 mL lahuga katseklaasi, kuhu pipeteerisin pipetiga 25 ml 2%-list kaseiini lahust, mille pH oli reguleeritud ensüümile sobivale väärtusele. Asetasin katseklaasile korgi ja asetasin eelnevalt soojendama pandud vesitermostaati 30°C juurde 10ks minutiks soojenema. · Järgnevalt nummerdasin 4 kuiva katseklaasi ja pipeteerisin igaühte 3 ml 5%-list trikloroäädikhappe lahust. · Pärast kaseiini soojendamist võtsin ta termostaadist välja ja alustasin kaseiini hüdrolüüsi
kontsentratsioonina mg /ml või mol /ml (1 mol = 181g = 0,181 mg). Kasutades olemasolevat kaliibrimissirget A (D) versus CTyr leitakse absorbtsiooni väärtuste järgi türosiini kontsentratsioon kindlatel aegadel reaktsioonisegust võetud proovides. Töö käik Puhvri valmistamine: Kaalusin 0,12 g boorhapet lisades dest vett kuni 10 ml. Kaalusin 0,19 g booraksit lisades vett kuni 10 ml. Väikese keeduklaasi pipeteerisin 5,5 ml boorhappe lahust ja 4,5 ml booraksi lahust. Kontrollisin lahuse pH ja sain 8,6, mis vastab nõutele. Ensüümipreparaadist töölahuse valmistamine: Töölahuse kontsentratsioon peaks olema 2 mg/ml ja töölahuse kogus 5 ml. Sellest ma sain teada, et tahket ainet on 10 mg. Siis segasin 10 mg savinaasi 5 ml veega. Ensüümireaktsiooni (kaseiini hüdrolüüsi) läbiviimine: Pipeteerisiin tuubi 12 ml 2% - list kaseiini lahust ja panin termostaati 30oC juurde.
Järeldused Katses kasutatud mesi vastab Eesti mee kvaliteedinõuetele. Eestis on lubatud niiskusesisaldus kuni 20 %, kanarbikumee puhul isegi kuni 25 %. Võin lugeda katse õnnestunuks, sest minu tulemus ei ületanud 20 %. Redutseerivate suhkrute määramine Töö käik Lahustasin 1,5 g mee kaalutist 100 ml mõõtkolvis. Töölahuse saamiseks lahjendasin mee lahust 10 korda (10 ml lahust 100 ml-sse mõõtkolbi). Kahte 250 ml koonilisse kolbi pipeteerisin 20 ml ferrotsüaniidi lahust, 5 ml 2,5n leelist ja 10 ml töölahust. Viisin segud keemiseni, keetsin täpselt 1 minut ja jahutasin kiiresti 20°C-ni. Määrasin optilise tiheduse dest. vee vastu (lainepikkus 440 nm, küvetid 1cm). Katse andmed ja arvutused Redutseerivate suhkrute sisaldus enne inverteerimist leitakse järgmise valemi abil : x = 100 * a * 100/ m , % a - redutseerivate suhkrute sisaldus vastavalt kalibreerimiskõverale, mg m - mee kaalutis, mg Esimene kolb : 1. 0,74 D
väärtusega puhvris lahuse, milles ensüümi kontsentratsioon oleks vahemikus 1-5 mg/mL. Pidin valmistama 5 mL lahust kontsentratsiooniga 1,5 mg/mL. Selleks kaalusin analüütilistel kaaludel 0,0080 g ehk 8 mg savinaasi, panin selle gradueeritud katseklaasi ning lisasin puhverlaust. Segasin lahust senikaua, kuni ensüüm oli täielikult lahustunud. Ensüümireaktsiooni (kaseiini hüdrolüüsi) läbiviimine Võtsin 50 mL mahuga suure katseklaasi, kuhu pipeteerisin 25 mL 2%-list kaseiini lahust, mille pH oli eelnevalt reguleeritud ensüümile sobivale väärtusele. Sulgesin katseklaasi korgiga ja panin vesitermostaati 30 C juurde u 10 minutiks soojenema. Võtsin 4 kuiva katseklaasi ja nummerdasin need. Seejärel pipeteerisin igasse katseklaasi 3 mL 5%-list TKÄ lahust. Pärast kaseiinilahuse soojenemist, alustasin ensüümireaktsiooni. Selleks pipeteerisin kaseiinile juurde 1 mL valmistatud proteaasi töölahust, loksutasin ning võtsin puhta kuiva
invertaasi aktiivsus mikrokatalites ensüümilahuse 1 mL kohal, tahke preparaadi korral mikrokatalites 1 g kohta. Katse käik Ensüümipreparaadist töölahuse valmistamine Valmistasin vajaliku koguse sobiva ensüümikontsentratsiooniga lahust. Selleks kaausin 0,0108g tahket ainet invertaase ja lisasin sellele 5 mL atsetaatpuhvrit, mille pH oli 4,8. Loksutasin katseklaasi. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine Võtsin sobiva suurusega katseklaasi, kuhu pipeteerisin 25 mL 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris pH-ga 4,8 (substraat). Sulgesin katseklaasi ning panin 10 minutiks vesitermostaati 30C juurde. Kolme 250 mL-sse koonilisse kolbi, pipeteerisin igasse ühesse 10 mL komplekslahust. Võtsin termostaadist 30C-ni soojendatud substraadi ning pipeteerisin sinna 1 mL valmistatud invertaasi töölahust. Loksutasin reaktsioonisegu, siis võtsin kohe 1 mL lahust sealt ning lisasin ühele komplekslahusele kolvis
kondensaat põhja fuugida Enne pipeteeritavasse lahusesse viimist vajuta kolb esimese astmeni alla. Pipeti tühjenemiseks on vaja vajutada kolb teise astmeni. Viskoosse lahuse pipeteerimine Vajalikud materjalid: pesuvahendi kontsentraat, vesi, pipetid koos otsikutega, falcon tuub, aukudega plaadike Töö käik: 1. Kasutades 1 ml pipetti tegin 15-ml falconisse 5,5ml 30% homogeenset pesuvahendilahust (1,65 ml peduvahendit ja 3,85 ml vett) 2. Pipeteerisin kahte eppendorfi 1,55 ml lahust (mõlemasse) 3. Pipeteerisin alles jäänud lahus 200 μl kaupa plaadi aukudesse. Lahust jätkus 10 augu jaoks. Järeldus: lahust pidi jätkuma 12 augu jaoks, kuna pärast eppendorfi pipeteerimist jäi 5,5 – 2 ∙ 1,55 = 2,4 ml lahust. Ja kui pipeteerida 200 μl (0,2 ml) kaupa, pidi olema täidetud 2,4/0,2 = 12 augu. Viga võiks tulla ebatäpsest esialgse lahuse pipeteerimisest ja kindlasti sellest, et
Arvutasin, et 5 ml lahuse valmistamiseks on vaja 10 mg alkalaasi preparaati. Analüütilisel kaalul sain kaalutiseks 10,7 mg. Viisin ensüümipreparaadi kadudeta katseklaasi. Lisasin 5 ml boraatpuhvrit, mille pH oli 8,4. Segasin lahust klaaspulgaga, et ensüüm lahustuks. Kuna preparaadid sisaldavad ka täiteainet, siis selget lahust ei tekkinud. Ensüümireaktsiooni ehk kaseiini hüdrolüüsi läbiviimine 50 ml mahuga katseklaasi pipeteerisin 25 ml 2%-list kaseiini lahust, mille pH oli reguleeritud ensüümile sobivale väärtusele. Katsin klaasi korgiga ja asetasin vesitermostaati 30 °C juurde soojenema. Võtsin 4 kuiva normaalmõõdus katseklaasi ja nummerdasin nad. Igaühte pipeteerisin 3 ml 5%-list TKÄ lahust. Kui kaseiini lahus oli 30 °C-ni soojenenud, pipeteerisin kaseiinile juurde 1 ml valmistatud proteaasi töölahust. Loksutasin reaktsioonisegu kiiresti
korral mikrokatalites 1 g kohta. Katse käik Ensüümipreparaadist töölahuse valmistamine Valmistasin vajaliku koguse sobiva ensüümikontsentratsiooniga lahust. Selleks mõõtsin kaliibritud katseklaasi pipetiga 0,5 mL vedelat ensüümipreparaati invertiin ning lisasin sellele 9,5 mL atsetaatpuhvrit, mille pH oli 4,8. See tähendab, et tegin 20 kordse lahjenduse. Loksutasin katseklaasi. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine Võtsin sobiva suurusega katseklaasi, kuhu pipeteerisin 25 mL 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris pH-ga 4,8 (substraat). Sulgesin katseklaasi ning panin 10 minutiks vesitermostaati 30C juurde. Kolme 250 mL-sse koonilisse kolbi, pipeteerisin igasse ühesse 10 mL komplekslahust. Võtsin termostaadist 30C-ni soojendatud substraadi ning pipeteerisin sinna 0,5 mL valmistatud invertaasi töölahust. Loksutasin reaktsioonisegu, siis võtsin kohe 1 mL lahust sealt ning lisasin ühele komplekslahusele kolvis. See oli 0-proov ja iseloomustab olukorda
· Askorbiinhapet toodetakse tööstuslikult glükoosist ja sorbiidist. · C-vitamiin esineb põhiliselt taimse päritoluga toiduainetes, erandiks on kumõss, toores süda ja maks. Askorbiinhappe määramine Töö käik 1. Valasin 25,96 g lillkapsa keeduvett 100 ml mõõtekolbi ja lisasin 5%-list CH3COOH kriipsuni. 2. Sulgesin kolvi, loksutasin ja jätsin 10 minutiks seisma, aeg-ajalt loksutades. Seejärel filtreerisin lahuse. 3. Pipeteerisin 10 ml filtraati koonilisse kolbi ning lisasin 0,40 g CaCO3, et viia lahuse pH 5-ni. Vahutamise lõppedes lisasin pipetiga 5 ml 5%-list Pb-atsetaadi lahust äädikhappes valkude ja redutseerivate ainete sadestamiseks, loksutasin, filtreerisin. 4. Pipeteerisin väiksesse koonilisse kolbi 10 ml filtraati, lisasin 1 ml 2%-list HCl ning 4 ml destilleeritud vett ja tiitrisin mikrobüretist 0,001 n 2,6-dikloorfenoolindofenolaadiga püsiva roosa värvuse tekkimiseni.
Minu uuritav preparaat oli alkanaas. Valmistasin uuritavast preparaadist ensüümile sobiva pH väärtusega puhvris lahus, milles ensüümi kontsentratsioon oli 1,5 mg/ml.Valmistasin 5 ml töölahust. Selleks kaalusin analüütilistel kaaludel 7,5 mg ehk 0, 0075 g alkanaasi ja lahustasin selle klaaspulga abil boraatpuhvris, mille pH=8,4. 1.4 Ensüümireaktsiooni (kaseiini hüdrolüüsi) läbiviimine 1) Võtsin 50 ml mahuga suure katseklaasi, kuhu pipeteerisin 25 ml 2%-list kaseiini lahust. Katsin klaasi korgiga ja asetasin vesitermostaati 30 ºC juurde 10 minutiks 2) Võtsin 4 kuiva katseklaasi normaalmõõdus ja nummereerisin need. Igaühte pipeteerisin 3 ml 5%-list TKÄ lahust. 3) Ensüümireaktsiooni ehk kaseiini hüdrolüüsi alustasin, kui kaseiini lahus oli 30 ºC-ni soojenenud. Selleks pipeteerisin kaseiinile juurde 1 ml valmistatud proteaasi töölahust, loksutasin läbi ja käivitasin stopperi.
ensüüm on lahustunud. Ensüümipreparaat lahustus peaaegu täielikult, sest see sisaldas ka täiteainet, mis ei lahustunud. Seepärast tekkinud lahus ei olnud täielikult selge. · Seejärel täitsin klaasi puhverlahusega ettenähtud mahuni ja loksutasin läbi, et ensüümi kontsentratsiooni lahuses ühtlustada. Ensüümireaktsiooni (kaseiini hüdrolüüsi) läbiviimine · Võtsin 50 ml mahuga suur katsekaas, kuhu pipeteerisin 25 ml 2%-list kaseiini lahust, mille pH on reguleeritud ensüümile sobivale väärtusele. · Klaasi katsin korgiga ja asetasin vesitermostaati juurde umbes 5 10 minutiks soojenema. · Võtsin 4 kuiva normaalmõõdus (20 ml) katseklaasi ja nummerdasin. · Igaühte pipeteerisin 3 ml 5%-list TKÄ lahust. · Kui kaseiini lahus on -ni soojenenud, alustasin ensüümireaktsiooni kaseiini hüdrolüüsi.
neeldumismaksimumile spektrofotomeetriliselt hõlpsasti detekteeritavad. Proteolüütilise aktiivsuse ühikuks on 1 kat. See on ensüümi hulk, mis põhjustab 1 mikromooli peptiidsidemete hüdrolüüsi 1 sekundi vältel 30 °C juures. Töö käik Kõigepealt valmistasin 5 ml uuritavat proteaasi lahust. Selleks kaalusin 0,0049 grammi tahket ensüümipreparaati (Alcolase) ja lahustasin selle boraatpuhvris 5 ml-ni (pH=8,4). Järgnevalt pipeteerisin suurde katseklaasi 25 ml 2%-list kaseiini lahust ja asetasin lahuse kümneks minutiks vesitermostaati 30 °C juurde soojenema. Samal ajal kui lahus soojenes, pipeteerisin nelja kuiva katseklaasi, igaühte 3 ml 5%-list trikloroäädikhappe lahust. Kui kaseiini lahus oli 30 °C-ni soojenenud, lisasin sellele 1 ml uuritavat proteaasi lahust, loksutasin ning võtsin kohe kuiva pipetiga 3 ml seda hüdrolüüsisegu ja viisin esimesse katseklaasi, kus oli TKÄ lahus ja loksutasin hoolega
tiitrimiseks, pipett(100 cm3), büretid (25 cm3), mõõtsilinder (25 cm3), Na-kationiitfilter. Kasutatud ained: 0,1M soolhape, 0,025M ja 0,005M triloon-B lahus, puhverlahus (NH4Cl + NH3·H2O), indikaatorid metüülpunane (mp) ja kromogeenmust ET-00. Töö käik, katseandmed ja andmete töötlus ning tulemuste analüüs: A Karbonaatse kareduse määramine Loputasin 100 cm3 pipett 2 korda vähese koguse uuritava veega. Koonilised kolbid loputasin destilleeritud veega. Pipeteerisin mõlemasee koonilisse kolbi 100 cm3 uuritavat vett, lisasin 6 tilka indikaatorit mp. Seadsin töökorda büreti. Kõrvaldasin otsikust õhumullid ning täitsin büreti 0,1M soolhappelahusega kuni skaala 0 märgini. Tiitrisin 0,1 M soolhappelahust, seejuures segadas kolvis olevat vett pidevalt ja intensiivselt ringikujuliste liigutustega. Stöhhiomeetrilises punktis muutus vee värvus kollasest üle oranzi punaseks. Lugesin büretilt tiitrimiseks kulunud soolhappe mahu täpsusega
metoodikad. Enne katse alustamist tegin mõned arvutused, et teada saada palju vett ning HCl on mul vaja katseks võtta. Mõõtsin mõõtesilindriga 250 ml koonilisse kolbi nii palju vett, kui palju arvutades sain ning lisasin tõmbe all väikese mõõtesilindriga vajaliku koguse (samuti katsele eelnenud arvutuste alusel)HCl. Sulgesin kolvi ning segasin seda tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Tegin saadud lahusest 5 kordse lahjenduse. Selleks pipeteerisin destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust. Enne vajaliku koguse pipeteerimist loputasin pipetti iga kord selle lahusega läbi s.t. et ma loputasin iga kord pipetid (ja ka büreti) töölahusega ning alles siis mõõtsin endale katseks vajaliku koguse lahust. Lisasin 20 ml lahusele nii palju destilleeritud vett, et 100 ml mõõtekolb oleks vastava kriipsuni täidetud. Loksutasin saadud lahust intensiivselt. Pipeteerisin destileeritud veega loputatud koonilisse
vask(II) taandub vask(I)-ks, moodustub Cu2O, see eraldub segust punase sademena ja lahusesse jääb ekvivalentses koguses vaba triloon B. Vabanenud triloon B kogus määratakse 0,02 M vasksulfaadi lahusega tiitrides, indikaatoriks mureksiid. 1 kat on ensüümi hulk, mis produtserib 1 s jooksul 30C juures 1 mol taandavat suhkrut (kutsub esile 1 mol sahharoosi hüdrolüüsi). Töö käik: Sahharoosi hüdrolüüsi läbiviimine: pipeteerisin 100 ml katseklaasi 25 ml 7 %-list sahharoosi lahust (substraat, mille pH on atsetaatpuhvriga reguleeritud väärtusele 4,8) ja asetasin selle vesitermostaati 30C juurde soojenema (10 minutit). Valmistasin uuritava invertaasi lahuse: kasutasin tahket invertaasi (Invertaas, 3.2.1.26), valmistasin 5 ml lahust kontsentratsiooniga 2-3 mg/ml selleks võtsin 0,0140 g invertaasi ja lahustasin selle puhvris. Valmistasin ette kolvid taandavate suhkrute määramiseks: pipeteerisin kolme 250 ml
A430 ja A550- vastavad uuritava lahuse neelduvused 430 ja 550- Mn standardlahuste neeldumistegurite keskmised '430 ja '550- Cr standardlahuste neeldumistegurite keskmised l- küveti paksus, cm A-lahuse neelduvus mõõdetava lainepikkuse juures C- lahuse molaarne kontsentratsioon l- küveti paksus Töö käik: 1. Valmistasin standardlahused: Mn standardlahuse 0,05 mg/ml valmistasin pipeteerides 9,1 ml 0,1 N KMnO4 lahust 200 ml mõõtkolbi ja lisades sellele dest. vett. Sellest pipeteerisin 5,0, 7,0 ja 9,0 ml mõõtkolbidesse ja lisasin dest. vett. Cr 1 mg/ml lahust pipeteerisin 1,5, 3,0 ja 4,0 ml mõõtkolbidesse ja lisasin dest. vett. 2. Mõõtsin kõikide lahuste (kaasaarvatud uuritav lahus) neelduvused ja läbilaskvused spektrofotomeetril lainepikkustel 430 ja 550 nm. Tulemused: Aine Kolvi 430 nm 550 nm (430) (550) Konts. nr
suhkrute sisaldus mg-des 1 ml-s reaktsioonisegus võetud proovis. Seda kasutades saan arvutada ensüümi preparaadi aktiivsuse. · Töö käik etappide kaupa Ensüümpreparaadi töölahuse valmistamine Praktikumi juhendaja näpunäidete järgi valmistasin vajaliku koguse sobiva ensüümi kontsentratsiooniga lahust (nn töölahust). Lahustina kasutasin atsetaatpuhvrit pH väärtusega 4,8. Vedelat invertaasi lahust lahjendasin puhvriga 50 korda, ehk pipeteerisin automaatpipetiga gradueeritud katseklaasi 0,2 ml invertaasi lahust ja seejärel täitsin katseklaasi kuni 10 ml-ni puhverlahusega. Sulgesin katseklaasi korgiga ja loksutasin lahust kontsentratsiooni ühtlustamiseks. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine Kõigepealt võtsin 50 ml mahuga katseklaasi, kuhu pipeteerisin 25 ml substraati, milleks oli 7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH-väärtusega 4,8. Katseklaasi varustasin korgiga ja
Töö käik: Sahharoosi hüdrolüüsi läbiviimiseks võtsin 50 ml katseklaasi, kuhu pipeteeritisin 25 ml 7 % sahharoosi lahust (substraati), mille pH oli atsetaatpuhvri abil reguleeritud sobivale väärtusele. Lahuse asetasin termostaati 30°C juures soojenema kümneks minutiks. Valmistasin uuritava invertaasi lahuse: kasutasin vedelat invertaasi . Võtsin seda 0,3 ml, invertaasi lahust kokku oli 9 ml. Valmistasin ette kolvid taandavate suhkrute sisalduse määramiseks. Selleks pipeteerisin kolme koonilisse kolbi mahuga 250 ml 10 ml komplekslahust. Substraadi lahusele lisasin 0,5 ml eelnevalt valmistatud uuritava invertaasi lahust. Loksutasin ja fikseerisin ensüümireaktsiooni alguse. Kuiva pipetiga võtsin kohe pärast ensüümi lisamist 1 ml hüdrolüüsisegu ja viisin ühte kolbidest, kus oli komplekslahus. 10 min pärast ensüümi lisamist pipeteerisin 1 ml reaktsioonisegu teise kolbi ning 20 min pärast 1 ml kolmandasse.
peptiidide hulga kaudu. Töö käik: Proteaasi aktiivsuse määramise meetod põhineb kaseiini hüdrolüüsil uuritava proteaasi toimel ja järgneval trikloroäädikhappega (TKÄ) mittesadenevate hüdrolüüsiproduktide sisalduse määramisel spektrofotomeetrilisel meetodil. 1. Uuritavaks proteaasiks on alkalaas, millest ma valmistasin 5ml lahust kontsentratsiooniga 1,5 mg/ml. 2. Võtsin 25 ml mahuga suure katseklaasi, kuhu pipeteerisin 25 ml 2%-list kaseiinilahust, mille pH on reguleeritud ensüümile sobivale väärtusele. Klaasi katsin korgiga ja asetasin vesitermostaati 30 °C juurde umbes 510 minutiks 3. Võtsin 4 kuiva normaalmõõdus (20 ml) katseklaasi ja nummerdasin. Igaühte pipeteerisin 3 ml 5%-list TKÄ lahust 4. Termostaadis olevevale kaseiinilahusele lisasin ensüümi ning märkisin reaktsiooni alguse aja üles. 5
tugevalt aluselise reaktsiooniga lahus, mis sisaldab vask(II)-triloon B kompleksi. Nimetatud kompleks valmistatakse kõrge Na2CO3 kontsentratsiooniga lahuses, võttes ekvimolaarsetes hulkades (1:1) CuSO4 ja etüleendiamiintetraäädikhappe dinaatriumi soola. Tiitrimisel toimuv reaktsioon on järgmine: Töö käik Valmistasin töölahust, selleks kaalusin 0,0151 g tahket invertaasi preparaati ja segasin 5 ml atsetaatpuhvriga, mille pH oli 4,8. 15 ml tuubi pipeteerisin 10 ml 7% sahharoosi lahust atsetaatpuhvris (pH 4,8) . Tuub suleti korgiga ning asetati vesitermostaati 30 oC juurde umbes 10 minutiks. Võetsin kolm koonilist kolbi mahuga 250 ml, kuhu pipeteerisin igasse 10 ml komplekslahust. Kolbidesse viiakse reaktsioonisegust (=hüdrolüüsisegust) kindlatel aegadel võetud proovid, et neis määrata taandavate suhkrute sisaldust. Kui substraat on termostaadis saavutanud temperatuuri 30ºC, lisasin sellele 0,4 ml
Töö käik Ensüümipreparaadist töölahuse valmistamine Valmistan vajaliku koguse sobiva ensüümikontsentratsiooniga lahust. Lahustina kasutan atsetaatpuhvrit, mille pH=4,8. Mõõdan automaatpipetiga 1 ml vedelat ensüümpreparaati ning viin selle gradueeritud katseklaasi. Lisan 9 ml atsetaatpuhvrit. Alglahus: 0,2 ml, 50 x lahjendus kokku 10 ml Sulen katseklaasi korgiga, lahust loksutan kontsentratsiooni ühtlustamiseks. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüs) läbiviimine Pipeteerisin 50 ml mahuga katseklaasi 25 ml 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris pH-ga 4,8 (substraat). Sulgesin katseklaasi korgiga ning asetasin vesitermostaati 30°C juurde soojenema 10 minutiks. Pipeteerisin kolme 250 ml-sse koonilisse kolbi 10 ml komplekslahust. Kui substraat oli saavutanud termostaadis temperatuuri 30°C, lisasin sinna 1 ml invertaasi töölahust, loksutasin ning võtsin sellest reaktsioonisegust 1 ml lahust ja viisin ühte komplekslahusega kolbi (0-proov)
korral kat/ml, tahke preparaadi puhul kat/g. Töö käik: 1. Ensüümpreparaadist töölahuse valmistamine: Tuleb valmistada vajalik kogus sobiva ensüümikontsentratsiooniga lahust. Lahustina kasutan atsetaatpuhvrit, mille pH=4,8. Mõõdan pipetiga 0,5 ml vedelat ensüümpreparaati ning viin selle gradueeritud katseklaasi. Lisan 9,5 ml atsetaatpuhvrit. 2. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine Pipeteerisin 50 ml mahuga katseklaasi 25 ml 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris pH-ga 4,8 (substraat). Sulgesin katseklaasi parafilmiga ning asteasin vesitermostaati 30°C juurde soojenema. Pipeteerisin kolme 250 ml koonilisse kolbi 10 ml komplekslahust. Kui substraat oli saavutanud termostaadis temperatuuri 30°C, lisasin sinna 0,5 ml invertaasi töölahust, loksutasin ning võtsin sellest reaktsioonisegust 1 ml lahust ja viisin ühte komplekslahusega kolbi (0-proov)
keeduklaas, lehter. 2) Kasutatud ained: Saaremaa vesi ( gaseerimata), 0,1 M soolhape, 0,0025 M ja 0,005 M triloon-B lahus, puhverlahus (NH4Cl + NH3·H2O), indikaatorid metüülpunane (mp), kromogeenmust ET-00. Tiitrimine: 3. Töö käik A Karbonaatse kareduse määramine Loputasin pipetti (100 cm³) kaks korda uuritava veega. Uuritavaks veeks oli OÜ Saare Foods- i toode nimega Saaremaa Vesi. Koonilist kolbi loputasin destilleeritud veega. Seejärel pipeteerisin koonlise kolbi 100 cm³ uuritavat vett. Lisasin kolm tilka indikaatorit (mp). Lahus muutus kollakaks. Seadsin büreti töökorda ja täitsin 0,1 M soolhappe lahusega mahuskaala nullini. Tiitrisin uuritavat vett 0,1 M soolhappe lahusega, vahepeal lahust segades, et lahuse pH tase oleks ühtne. Tiitrisin kuni lahuse värvus jäi ka peale segamist punakas. Lugesin büretilt tiitrimiseks kulunud soolhappe mahu täpsusega 0,05 cm³.
Arvutasin savinaasi kaalutise suuruse, milleks oli 0,0075 grammi. Kaalusin analüütilistel kaaludel antud koguse ning tegin lahuse gradueeritud 5 milliliitrise mahuga katseklaasi. Esialgu lisasin väikese koguse puhverlahust ning segasin seda ~5 minutit kuni lahustumiseni, seejärel täitsin katseklaasi etteantud mahuni ning loksutasin, et ensüümi kontsentratsioon lahuses ühtlustuks. Ensüümreaktsiooni (kaseiini hüdrolüüsi) läbiviimine · pipeteerisin suurde 50 ml mahuga katseklaasi 25 ml 2%-list kaseiini lahust ning asetasin selle korgiga kaetuna vesitermostaati 5-10 minutiks seisma · võtsin 4 kuiva normaalmõõdus katseklaasi, nummerdasin need ning igaühte lisasin 3 ml 5%-list TKÄ lahust · kui kaseiini lahus oli piisavalt soojenenud, alustasin ensüümireaktsooni, selleks pipeteerisin kaseiinile juurde 1 ml valmistatud proteaasi töölahust, loksutasin
valmistamiseks ettenähtud gradueeritud katseklaasi, kuhu lisasin sobiva lahjendusmäära saavutamiseks vajalik kogus puhvrit. Katseklaasi lisasin 0,5 ml invertiini lahust ja 9,5 ml atsetaati, et saavutada 20 kordne lahjendus. · Katseklaasi sulgesin korgiga ja loksutasin lahust kontsentratsiooni ühtlustamiseks. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine. · Võtsin 50 ml mahuga katseklaas, kuhu pipeteerisin 25 ml substraati, milleks oli 7%- line sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH väärtusega 4,8. · Katseklaasi varustasin korgiga ja asetasin umbes 5 10 minutiks vesitermostaati juurde soojenema. · Võtsin 3 koonilist kolbi mahuga 250 ml, kuhu pipeteerisin 10 ml komplekslahust. Komplekslahus oli erksinine. · 5 10 minuti pärast, kui substraat oli termostaadis saavutanus temperatuuri , lisasin sellele 0,5 ml uuritavat invertaasi töölahust.
mikrokatalites ensüümilahuse 1ml kohta. TÖÖ KÄIK: Ensüümipreparaadist töölahuse valmistamine. Töölahuse maht on 10 ml ning vedela preparaadi maht on 1:40 ehk 10/40=0.25 ml. Mõõtsin selle automaatpipetiga katseklaasi ning lisasin atsetaatpuhvrit pH väärtusega 4.8. Sulgesin katseklaasi korgiga ning loksutasin. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine. · Võtsin 50 ml mahuga katseklaasi, kuhu pipeteerisin 25 ml substraati, milleks on 7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH väärtusega 4.8.Panin katseklaasile kile peale ja asetasin umbes 5-10 minutiks vesitermostaati 30+-1 kraadi juurde soojenema. · Võtsin 3 koonilist kolbi (250ml) ja pipeteerisin neisse 10 ml komplekslahust. Viisin kolbidesse reaktsioonisegust kindlatel aegadel võetud proovid, et neis määrata taandavate suhkrute sisaldus.
ZELATIINI ISOELEKTRILISE TÄPI OPTILINE Töö nr: 1 MÄÄRAMINE Liis Hendrikson KATB 41 Teostatud: Kontrollitud: Arvestatud: 13.03.2012 Töö eesmärk Zelatiini lahuse isoelektrilise täpi määramine hägususe pH-st sõltuvuse järgi. Töö käik 1. Nummerdatud kolbidesse (1-9) pipeteerisin 10 ml filtritud zelatiinilahust ja lisatakse vett. 2. Segasin ja seejärel lisasin HCl lahust või leelist KOH järgmistes hulkades: Kolvi nr 1 2 3 4 5 6 7 8 9 HCl maht 10 4 1 0,5 - - - - - KOH maht - - - - - 1 3 6 10
annaabi.ee 
