järgi, see tähendab, et molekulid, mis on liiga suured, et mahtuda geeli pooridesse, tulevad kolonnist läbi esimesena. Kõige väiksemad molekulid aga takistuvad pooridesse, ning väljuvad geelist viimastena.Katse käigus pidi lisama kolonni pidevalt elueerimisvedelikku (kasutasin selleks :7,5 PH; Tris/HCl 0,1 M NaCl), et geel ära ei kuivaks ning, et katse õnnestus, see vedelik ise katse tulemust ei mõjutanud. Läbi tulnud vedelik kogutakse 2ml fraktsioonidena katseklaasidesse, et neid saaks spektromeetriliselt analüüsida. Vastavalt fraktsiooni värvile mõõdetakse tema optiline tihedus kindlal lainepikkusel. Optiline tihedus määrab aine kontsentratsiooni. Väljunud vedelik kogutakse 2ml fraktsioonidena katseklaasidesse, et neid saaks spektromeetriliselt mõõta. Vastavalt fraktsiooni värvile mõõdetakse tema optiline tihedus kindlal lainepikkusel. Optiline tihedus määrab aine kontsentratsiooni. Töö käik Ettevalmistus
Kasutatud mõõteseadmed, töövahendid ja kemikaalid Töövahendid: katseklaaside komplekt, tsentrifuugiklaasid, väike keeduklaas, büretid, suurem keeduklaas, pliit, tsentrifuug, mõõtsilinder, klaaspulk. Kemikaalid: HCl, NaCl, CaCl2, AgNO3, H2SO4, Na2SO4, MgSO4, CuSO4, Na2S2O4, BaCl2, Pb(NO3)2, KI, K2CrO4, CH3CSNH2, NH4H2O, CH3COOH, NaOH, MgCl2, KOH, NH4Cl, MnSO4, NiSO4, CdSO4, Hg(NO3)2, SbCl3. Töö käik 1. Rasklahustuva ühendi sadenemine ja lahustumine Katse 1.1. Valasin katseklaasidesse 1 mL HCl, NaCl ja CaCl 2 lahust ning lisasin katseklaasi 2 tilka AgNO3 lahust. Valasin katseklaaside sisud kokku, et seda hiljem katses 3.1. kasutada. Katse 1.2. Valasin katseklaasidesse 1 mL H2SO4, Na2SO4, MgSO4, CuSO4 ja Na2S2O3 lahust ning lisasin igasse katseklaasi 2 tilka BaCl2 lahust. Katse 1.3. Mõõtsin keeduklaasi büretist 10 mL 0,05 M Pb(NO3)2 lahust ja 10 mL 0,5 M NaCl lahust.
sisaldas glükoosi täpselt 1,0 mg/ml. Standardlahusest valmistatasin kolm lahut, mille kontsentratsioon oli 0,25 mg/ml, 0,125 mg/ml ja 0,062 mg/ml. Selleks võtsin kolm katseklaasi ning esimesse pipeteerisin standardlahust 2,5 ml ning lisasin 7,5 ml dest.vett. Teises katseklaasis tegin esimesest kahekordse lahjenduse ning kolmandas teisest kahekordse lahjenduse. 4) Võtsin kuus puhast katseklaasi. Katseklaasi nr1 pipeteerisin 1 ml destilleeritud vett, katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteerisin 1 ml uuritavat lahust, katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteerisin igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi pipeteerisin 3 ml tööreaktiivi ja loksutasin koheselt. Ootasin vähemlt 20 minutit ning alustasin optilise tiheduse mõõtmist lahustes, lainepikksusel 410 nm. Tulemused: Katseklaas Mõõdetud Korrigeeritud Kontsentratsioo i nr. tulemus väärtused n mg/ml 1 0,0557
lahust (5%). Pärast kaseiini soojendamist pipeteeriti kaseiinile juurde 1ml valmistatud alkalaasi töölahust, segu loksutati kiiresti läbi, fikseeriti aeg, võeti kuiva pipetiga 3ml reaktsioonisegu ja asetati katseklaas tagasi termostaati. 3ml reaktsioonisegu pipetis viidi esimesse TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi, see oli 0-prooviks. Edasi võeti iga viie minuti järel reaktsioonisegu termostaadist, et võtta sealt 3ml segu ja viia järgmistesse ette valmistatud TKÄ-d sisaldavatesse katseklaasidesse (kokku neli korda). Kõik neli katseklaasi jäeti 10 minutiks seisma, et sade formeeruks. Edasi filtreeriti kõik kurdfiltri ja plastlehtite abil uutesse kuivadesse katseklaasidesse. Teine ja neljas proov ei olnud pärast esimest filtreerimist veel selged, seega korrati nende filtrimist. Spektrofotomeeter seadistati lainepikkusele O=280nm ja proovid pandi ükshaaval 1cm läbimõõduga kvartsküvettidesse, mis asetati spekrofotomeetrisse, et määrata nende optiline tihedus. Tulemused:
Molekulid, mis on liiga suured, et mahtuda geeli pooridesse, tulevad kolonnist läbi esimesena. Kõige väiksemad molekulid aga takistuvad pooridesse, ning väljuvad geelist viimastena. Et geel ära ei kuivaks, ning et ta maksimaalselt lahutaks, tuleb pärast proovi kolonni sisestamist pidevalt lisada elueerimisvedelikku, mis ise ei muuda katse tulemusi. Läbi tulnud vedelik kogutakse 2ml fraktsioonidena katseklaasidesse, et neid saaks spektromeetriliselt analüüsida. Vastavalt fraktsiooni värvile mõõdetakse tema optiline tihedus kindlal lainepikkusel. Optiline tihedus määrab aine kontsentratsiooni. Geelkromatograafia kolonni iseloomustavad järgmised mahud: Vt täidise maht Vv kolonni vaba maht (graanulitevahelise vedeliku maht) Vs graanulitesisese vedeliku maht Vg geelimaatriksi maht Vt=Vv+Vs+Vg Ainet iseloomustab elueerimismaht ehk väljumismaht Vx
Esimesse pipeteeriti 2,5 ml glükoosi standardlahust (1 mg/ml) ning 7,5 ml dest.vett saadi 0,25 mg/ml kontsentratsiooniga lahus. Teise pipeteeriti 5 ml 0,25 mg/ml kontsentratsiooniga lahust ning 5 ml vett saadi 0,125 mg/ml konts-ga lahus. Kolmandasse katseklaasi pipeteeriti 5 ml 0,125 mg/ml konts-ga lahust ning 5 ml vett saadi 0,062 mg/ml konts-ga lahus. Võeti 6 puhast katseklaasi, nummerdati. Katseklaasi nr 1 pipeteeriti 1 ml destilleeritud vett (0-proov), katseklaasidesse nr 2 ja 3 1 ml uuritavat lahust, katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi lisati 3 ml tööreaktiivi, loksutati. Katseklaase hoiti 20 minutit toatemperatuuril. Selle aja möödudes mõõdeti spektrofotomeetriga lainepikkusel 410 nm lahuste optiliste tiheduste väärtused. Tulemused Katseklaasi nr D Korrigeeritud D 1 0,0417 0
ning saadud teist lahjendust omakorda 2 korda. Iga lahust tuleb peale vee lisamist hoolega loksutada. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsioon viiakse läbi toatemperatuuril. Selleks nummerdatakse 6 kuiva ja puhast katseklaasi. 0-proov viiakse läbi destilleeritud veega. Uuritava lahusega tehakse kaks paralleelkatset. Iga glükoosilahusega üka katse. Katseklaasi nr1 pipeteeritakse 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov). Katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteeritakse 1 ml uuritavat lahust (2 paralleelproovi). Katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteeritakse igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi pipeteeritakse 3 ml tööreaktiivi ja loksutatakse saavutamaks ühtlane konsentratsioon. Fikseeritakse reaktsiooni algusaeg ja katseklaase hoitakse 20 minutit toatemperatuuril, et jõuaksid toimuda reaktsioonid, mille tulemusel glükoosi sisaldavad lahused värvuvad kollaseks
Destilleeritud vett lisan pipetiga niipalju,kui on vajalik lahuse lõppmahu(10ml) saavutamiseks. Katseklaasid sulen korkidega ja loksutan kontsentatsiooni ühtlustamiseks. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsiooni läbiviimiseks asetan katseklaaside statiivi 6 puhast, kuiva katseklaasi ja numereerin. Kontrollkatse e 0-proov,mis näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni,viian läbi destilleeritud veega. Katseklaasi nr.1 pipeteerin 1ml dest.vett Katseklaasidesse nr.2,3 pipeteerin 1ml uuritavat lahust(2 paralleelproovi) Katseklaasidesse nr.4,5,6 pipeteerin igaühte 1ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi pipeteerin 3ml tööreaktiivi ja loksutan kohe,et saavutada ühtlast kontsentratsiooni. Fikseerin reaktsiooni alguse aeg ja katseklaase hoian 20 minutit toatemperatuuril.Reaktsiooni tulemusena glükoosi sisaldavad lahused värvuvad tekkiva K-heksatsüanoferraat(lll) toimel kollaseks.
Koostatakse kaliibrimisgraafik, mis seob glükoosi kontsentratsiooni lahuse absorptsiooniga ehk optilise tihedusega 410 nm juures. · Võetakse 1,0 mg/ml glükoosi lahus · Valmistatakse sellest 3 eri kontsentratsiooniga lahust destilleeritud vees: 0,25; 0,125 ja 0,0062 mg/ml Värvusreaktsiooni läbiviimine · Reaktsioon viiakse läbi toatemperatuuril · Võetakse 6 kuiva katseklaasi, nummerdatakse · Katseklaasi 1 pipeteeritakse 1 ml dest. vett (kontrollproov) · Katseklaasidesse 2 ja 3 pipeteeritakse 1 ml uuritavat mahlalahust (2 paralleelproovi) · Katseklaasidesse 4, 5 ja 6 pipeteeritakse 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust · Igasse katseklaasi pipeteeritakse 3 ml tööreaktiivi ja loksutatakse kohe · Katseklaase hoitakse 20 min toatemperatuuril · Lainepikkusel 410 nm mõõdetakse lahuste optilise tiheduse väärtused Koostatakse kaliibrimisgraafik ja tehakse kindlaks glükoosi kontsentratsioon
Eva-Lotta Piirsalu Katsevahendid · astri kroonlehed · vesi · 3 katseklaasi · 2 keeduklaasi · filter ja lehter · H2SO4 - väävelhape · NaOH - naatriumhüdroksiid Katsetegevused · Eemaldada kroonlehed ülejäänud lillest. · Kuumutada ja keeta neid vees. · Filtreerida tõmmis ja jagada see kolme katseklaasi. · Ühte katseklaasi lisada hapet, teise alust ning kolmandasse vett. · Võrrelda ja analüüsida katse tulemusi. Tõmmis Filtraat Katseklaasidesse jagatult Ained juurde lisatud - neutraalne, aluseline, happeline Happeline Neutraalne Aluseline Pärast seismist - neutraalne, happeline, aluseline Tulemused Võime järeldada, et astri kroonlehti saab kasutada pH-indikaatoritena. Happelises keskkonnas muutub lahus roosaks, aluselises keskkonnas kollaseks ning neutraalses keskkonnas siniseks.
takistus(klaasvill), mis lubab eraldada puhastatava aine geelist endast. Molekulid, mis on liiga suured, et mahtuda geeli pooridesse, tulevad kolonnist läbi esimesena. Kõige väiksemad molekulid aga takistuvad pooridesse, ning väljuvad geelist viimastena. Et geel ära ei kuivaks, ning et ta maksimaalselt lahutaks, tuleb pärast proovi kolonni sisestamist pidevalt lisada elueerimisvedelikku, mis ise ei muuda katse tulemusi. Läbi tulnud vedelik kogutakse 2ml fraktsioonidena katseklaasidesse, et neid saaks spektromeetriliselt analüüsida. Vastavalt fraktsiooni värvile mõõdetakse tema optiline tihedus kindlal lainepikkusel. Optiline tihedus määrab aine kontsentratsiooni. Geelkromatograafia kolonni iseloomustavad järgmised mahud: Vt täidise maht Vv kolonni vaba maht (graanulitevahelise vedeliku maht) Vs graanulitesisese vedeliku maht Vg geelimaatriksi maht Vt=Vv+Vs+Vg Ainet iseloomustab elueerimismaht ehk väljumismaht V x. See on eluaadi maht, mis
3. Teise võtsin 5 ml lahust esimesest katseklaasist ja lisasin 5 ml destilleeritud vett 4. Kolmandasse võtsin 5 ml teisest katseklaasist ja lisasin 5 ml vett. 5. Saadud lahjendusi loksutasin hoolikalt läbi. Reaktsiooni tööreaktiiviga viisin läbi katseklaasides toatemperatuuril. 1. Selleks asetasin statiivile 6 puhast kuiva katseklaasi ja märkisin need numbritega. 2. Katseklaasi nr. 1 pipeteerisin 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov) 3. Katseklaasidesse 2 ja 3 pipeteerisin 1ml melonimahla lahust (paralleelproovid) 4. Katseklaasidesse 4, 5, 6 pipeteerisin igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust ( lahjendused) 5. Igasse klaasi pipeteerisin veel 3 ml tööreaktiivi ja loksutasin hoolikalt. 6. Hoidsin katseklaase 20 minutit toatemperatuuril. Glükoosi sisaldavad lahused värvusid nõrgalt helekollaseks. 7. Mõõdsin spektrofotomeetril lahuste optilised tihedused lainepikkusel 410 nm, kasutades
ml lahust ja lisan 5 ml vett. Et valmistada glükoosilahust kontsentratsioonidega 0,062 mg/ml, võtan eelmisest lahusest 5 ml lahust ja lisan veel 5 ml dest. vett. Kõik katseklaasid loksutan hoolikalt. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsiooni viiakse läbi katseklaasides toatemperatuuri juures. Asetan statiivi 6 puhast ja kuiva katseklaasi ja nummerdan. Katseklaasi nr.1 pipeteerin 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov). Katseklaasidesse nr.2 ja nr.3 pipeteerin 1 ml apelsiinimahla lahust. Katseklaasidesse nr.4, nr.5 ja nr.6 pipeteerin igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi pipeteerin 3 ml tööreaktiivi. Kohe loksutan. Hoian katseklaasid 20 minutit toatemperatuuril, et jõuaksid toimuda teooria osas kirjeldatud reaktsioonid. 20 minuti pärast mõõdan lainepikkusel 410 nm lahuste optilise tiheduse väärtused. Võrdlahusena kasutan dest. vett. Minu tulemused: Katseklaas nr.1: 0,054 A
1. Dekstraansinisest 3mg/ml 2. Müoglobiinist 6mg/ml 3. ONP aspartaadist 0,3mg/ml · Kolonn oli eelnevalt täidetud elueerimislahusega mille pH = 7,5 ja koosnes: 1. 20mM Tris/HCl 2. 0,15M NaCl · Kandsin pipeti abil proovile umb. 1ml voolutuslahust ja lasin sellel täidisesse imbuda, sama protsessi kordasin veel korra. · Voolutasin kolonni 1ml/min ja kogusin fraktsioonid 2ml kaupa katseklaasidesse. · Mõõtsin kõigi fraktsioonide neeldumismaksimumid spektrofotomeeril. Eelnevalt oli kolonnist jõdnud läbi voolata 17,5ml eluaati, alates millest hakkasin fraktsioone koguma. Fraktsioonides 1-4 mõõtsin neelduvusmaksimumi sinise värvi lainepikkusel 625nm Fraktsioonides 4-13 mõõtsin neelduvusmaksimumi pruuni värvi lainepikkuse 410nm Fraktsioonides 14-24 mõõtsin neelduvusmaksimumi kollase värvi lainepikkusel 360nm
Sain lahuse kontsentratsiooniga 0,125 mg/ml. Viimaks võtsin saadud teisest lahjendusest 5 ml lahust ning lisasin 5 ml destilleeritud vett, loksutasin. Kolmanda lahjenduse sain kontsentratsiooniga 0,062 mg/ml. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsiooni tööreaktiiviga viisin läbi katseklaasides toatemperatuuri juures. Selleks asetasin katseklaaside statiivi 6 puhast, kuiva katseklaasi ning nummerdasin need. Katseklaasi nr 1 pipeteerisin 1 ml destilleeritud vett, katseklaasidesse nr 2 ja 3 1 ml mee tõmmist ning katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust (mida olin eelnevalt valmistanud). Seejärel lisasin igasse katseklaasi 3 ml tööreaktiivi, loksutasin ning hoidsin katseklaase 20 minutit toatemperatuuril. Kaliibrismisgraafiku koostamine ja glükoosi kontsentratsiooni kindlakstegemine Proov Optiline tihedus Optiline tihedus
Esimesse mõõdeti 2,5 ml glükoosi standardlahust ja 7,5 ml destilleeritud vette. Teise võeti 5 ml lahust esimesest katseklaasist ja lisati 5 ml destilleeritud vett. Kolmandasse võeti 5 ml teisest ja lisati 5 ml vett. Reaktsioon tööreaktiividega viidi läbi katseklaasides toatemperatuuril. Selleks asetati statiivile 6 puhast ja kuiva katseklaasi, mis markeeriti numbritega. Katseklaasi '0' pipeteeriti 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov). Katseklaasidesse '1' ja '2' pipeteeriti 1 ml uuritavat lahust (paralleelproovid). Katseklaasidesse '3', '4' ja '5' pipeteeriti igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust, mis eelnevalt valmistati. Igasse klaasi pipeteeriti 3 ml tööreaktiivi ja loksutati kohe, et saavutada ühtlast kontsentratsiooni. Fikseeriti aeg ja katseklaase hoiti 20 min toatemperatuuril. Eelpool kirjeldatud reaktsioonide tulemusel värvuvad glükoosi sisaldavad lahused kollaseks. Spektrofotomeetril
CaCl2 + 2AgNO3 2AgCl + Ca(NO3)2 Ag+ + Cl- AgCl Tekkis valge sade Cl- ioonide määramiseks peab reaktiiv sisaldama Ag+ ioone, tekib hõbekloriidi sade. I katseklaas: Järelikult sade pidi tekkima II katseklaas: Järelikult sade pidi tekkima III katseklaas: Järelikult sade pidi tekkima Katse 1.2 Katseklaasidesse valati 1 ml H2SO4, Na2SO4, MgSO4, CuSO4, Na2S2O3 lahust ning igasse katseklaasi lisati 0,1 ml BaCl2 lahust. Kõigis katseklaasides peale tekkis valge BaSO4 sade. Ba2+ ioonide määramise reaktiiv peab sisaldama SO42- ioone. Sade pidi tekkima Katse 1.3 Ühte keeduklaasi mõõdeti 10 ml 0,05M Pb(NO3)2 lahust ja 10 ml 0,5M NaCl lahust. Teise 14 ml vett, 5 ml Pb(NO3)2 ja 1 ml NaCl. Sade tekkis esimeses keeduklaasis.
Selleks pannakse katseklaaside statiivi 6 puhast ja kuiva katseklaasi. Asjalik on ka katseklaasid markeriga ära märkida. Kontrollkatse, mis näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni, viiakse destilleeritud veega. Uuritava lahusega tehakse kaks paralleelkatset, glükoosi standardlahusest valmistatud lahjendustega igaühega üks katse: · Katseklaasi nr 1pipeteeritakse 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov) · Katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteeritakse 1 ml uuritavat lahust (paralleelproovid) · Katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteeritakse igasse 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust, mis on eelnevalt kirjutatud viisil valmistatud. · Igasse katseklaasi pipeteeritakse 3 ml tööreaktiivi ja loksutatakse kohe, et saavutada ühtlast kontsentratsiooni. · Kohe peale tööreaktiivi lisamist fikseeritakse aeg ja katseklaase hoitakse 20 minutut
Või töös on eesmärgiks teha võid, jälgida tehnoloogilist protsessi, arvutada saagis ja anda võile organoleptiline hinnang. Töö käik: Laabikalgendi katse: Alma piim 2,5% Valmistatakse CaCl2 lahus (5%-line). Valmistatakse laabilahus. Laapi lisatakse arvestusega 25ml/100l piima kohta (vedel STABO laap). Valitakse katseklaasid, igat määramist tehakse kahes paraleelses katseklaasis. Mõõdetakse 10 ml piima katseklaasidesse. Lisatakse CaCl2 vastavalt tabelile katseklaasidesse. Mõõdetakse pH-d piimadel. Katseklaasid pannakse 32°C vesivanni soojenema (umbes 10-15 minutiks). Lisada korraga ühte katseklaasi laapensüüm segada ja käivitada kohe stopper. Mõõdetakse aeg sekudites, mis kulub esimeste helveste tekkimiseks katseklaasi seinale. Hinnatakse analüüsitud piima sobivust ensümaatiliseks kalgendiks.
Reaktsioon tööreaktiiviga viiakse läbi katseklaasides toatemperatuuri juures. · Asetasin katseklaaside statiivi 6 puhast, kuiva katseklaasi ja nummerdasin. · Kontrollkatse ehk 0-proov, mis näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni, viisin läbi destilleeritud veega. · Filtreeritud sidrunimahlaga tegin 2 paralleelkatset, glükoosi standarslahusest valmistatud lahjendustega igaühega 1 katse. · Katseklaasi nr 1 pipeteerisin 1 ml destilleeritud vett. · Katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteerisin 1 ml filtreeritud sidrunimahla. · Katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteerisin igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. · Igasse katseklaasi pipeteerisin 3 ml tööreaktiivi ja loksutasin kohe, et saavutada ühtlane kontsentratsioon. · Fikseerisin reaktsiooni alguse aja ja katseklaasi hoidsin 20 minutit toatemperatuuril. · Mõõtsin lainepikkusel 410 nm lahuste optilise tiheduse väärtused.
Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsiooni viisin läbi toatemperatuuril. Võtsin 6 puhast ja kuiva katseklaasi ning nummerdasin need. Kontrollkatse ehk 0-proov näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni, see viiakse läbi destilleeritud veega. Uuritava lahusega tegin 2 paralleelkatset, glükoosi standardlahusest valmistatud erinevate kontsentratsioonidega lahjendustega tegin igaühega ühe katse. Katseklaasi number 1 pipeteerisin 1ml destilleeritud vett, katseklaasidesse number 2 ja 3 olin juba varasemalt filtrima pannud 1ml uuritavat lahust, milleks oli lahjendatud apelsinimahl. Katseklaasidesse 4, 5 ja 6 pipeteerisin igaühte 1ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi lisasin 3 ml tööreaktiivi ning loksutasin segu kohe, et saavutada ühtlast kontsentratsiooni. Märkisin üles reaktsiooni alguse aja. Katseklaase hoidsin 20 minutit toatemperatuuril, mis on piisav reaktsiooniaeg, et jõuaksid toimuda reaktsioonid, mille
aga selles et vegetatiivselt saab paljundada ja kultuurtaimi. Seda kasutavad oskuslikult sordiaretajad, aednikud ja põllumehed. Üha rohkem kasutatakse taimede vegetatiivsel paljundamisel koekultuurmeetodit. Paljundamiseks valitakse heade sorditunnustega ja haigusvaba taim. Uued taimed kasvatatakse mõnest väiksest taimeosast näiteks lehetükist, pungadega varretükist või tillukesest kasvukuhikust. Emataimest eraldatud taimeosa pannakse kasvama katseklaasidesse või kolbidesse mikroobivabale söötmele- Sellele lisatakse kasvuaineid, mis soodustavad taime tükkidest uute taimede arenemist. Väikesed taimed istutatakse mulda, kus nad edasi kasvavad. Neil on emataime tunnused. Koekultuurmeetod võimaldab kiiresti paljundada kindlate sorditunnustega taimi ja saada haigusvaba istutusmaterjali. Põhiliselt rakendatakse seda meetodit aedmaasika-, kartuli-, ja lillekasvatuses.
Laboratoorne töö 4 Reaktsioonid elektrolüütide lahustes. Heterogeenne tasakaal 1. Raskelahustuva ühendi sadenemine ja lahustumine Katse 1.1 Valasin katseklaasidesse 1 ml HC ,l NaCl ja CaCl2 lahust ning lisasin igasse katseklaasi 0,1 ml (2 tilka) AgNO3 lahust. Igas katseklaasis tekkis valge sade. Cl- ioonide määramise reaktiiv peab sisaldama Ag + iooni. HCl+ AgNO3=AgCl+ HNO3 NaCl+AgNO3=AgCl+ NaNO3 CaCl2+ 2AgNO3=2AgCl+ Ca(NO3)2 Ks=1,8*10-10 [Ag+]=1,82*10-3 [Cl-]=1,82*10-3 Ks1=[Ag+][Cl-]=3,31*10-5 [Ag+]=2*1,82*10-3 [Cl-]=2*1,82*10-2 Ks2=[Ag+][Cl-]=3,31*10-5 Ks2>Ks Ks1>Ks Järelikult peabki sade tekkima Ks=aAg+ + aCl- a=[A]* aAg+=0,95*0,02=0,019
γ= l● 360 πDh l – vahemaa leitud märgist kuni ÜSS märgini πDh – hooratta ümbermõõt Kütusekoguse kontroll ja reguleerimine Plokkpumpasid kontrollitakse ja reguleeritakse tsehhis katse- reguleerstendil. Selleks: 1. Katsestendis pannakse pump tööle ½ norm pööretel 2. Kütuselatt pannakse asendisse MAX 3. Kõrgsurvetorude otsa monteeritakse pumba enda pihustid tagasi, pihusti otsad pistetakse katseklaasidesse (igal pihustil on oma kradueeritud katseklaas) 4. Pumbal lastakse töötada kuni katseklaasi on kogunenud 100Cm³ 5. mõõdetakse kütuse kogus kas kaaluliselt või mahuliselt 6. Antud kütuse hulga erinevuse järgi arvutatakse välja kütuse andmise ebaühtlus K = A- B●100% B A – max kütuse hulk B – min kütuse hulk K – kütuse andmise ebaühtlus, lubatud K = ± 5% 0-seisundi regulleerimine ja kontroll Teostame alljärgnevalt: 1
vesi), loksutasin. Seejärel lahjendasin seda glükoosilahust 2 korda (5 ml esimene lahus + 5 ml dest. vesi), loksutasin. Saadud teist lahjendust lahjendasin veel 2 korda (5 ml teine lahus + 5 ml dest. vesi), loksutasin. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsioon tööreaktiiviga viiakse läbi katseklaasides toatemperatuuri juures. Selleks on vaja 6 puhast, kuiva ja nummerdatud katseklaasi. Katseklaasi nr 1 pipeteeritakse 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov). Katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteeritakse 1 ml uuritavat lahust (2 paralleelproovi). Katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteeritakse igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust, mis valmistati ülalkirjeldatud viisil. Igasse katseklaasi pipeteeritakse 3 ml tööreaktiivi ja loksutatakse kohe, et saavutada ühtlast kontsentratsiooni. Tööreaktiivil tuleb enne kasutamist lasta soojeneda külmiku temperatuurilt toatemperatuurini
esimesse TKÄ-d sisaldavasse latseklaasi (0-proov). Loksutatakse hoolega. Täpselt 5 minuti pärast korratakse toimingut. Nii kolm korda. Peale viimast proovi aga võtan kolvi reaktsiooniseguga vesitermostaadist välja. Katseklaasid proovidega jäetakse täielikuks sademe formeerumiseks 10-15 minutiks seisma. Sel ajal pannakse valmis 4 puhast ja kuiva katseklaasi ning varustatakse need sobivate lehtrite ning filterpaberitega. Proovid filtritakse kuivadesse katseklaasidesse. Filtrile jäänud sade pole vajalik. Filtraadid peavad aga olema täiesti selged. Seejärel määratalse spektrofotomeetril nende optiliste tiheduse väärtused (D280), kasutades 1 cm läbimõõduga kvartskvürette. Katseandmed ja nende töötlus: D0 = 0,733 A D1 = 0,569 A D2 = 0,587 A D3 = 0,644 A Õppejõult saadud kaliibrimisgraafiku alusel saan türosiini kontsentratsiooniks: C0 = ei määranud, kuna mõõtmis tulemus ei sobinud, st 0-proovi optiline tihedus oleks
5%-list TKÄ lahust. 4. Kui kaseiini lahus oli soojenenud, alustasin hüdrolüüsi. Pipteerisin kaseiinile juurde 1ml uuritava proteaasi lahust, loksutasin ja võtsin 3ml proovi. Esimese proovi võtmise hetkel vaatasin ka kella. Seejärel võtsin iga 5 minuti järel taas 3ml reaktsioonisegu kuni neid oli kokku neli. Reaktsioonisegu pipteerisin katseklaasi, kus oli TKÄ lahus ja loksutasin ja nii neli korda. 5. Lasin proovidel seista ja seejärel filtrisin kõik neli proovi puhastesse katseklaasidesse. 6. Määrasin spektromeetril nende optilised tihedused. Proovide optilised tihedused: D0 = 0,386 A D1 = 0,561 A D 2 = 0,853 A D3 = 1,156 A Aromaatset tuuma sisaldavad aminohaooed on tänu 280nm piirkonnas paiknevate neeldumismaksimumide spektrofotomeetriliselt detekteeritavad. Hüdrolüüsi produktide sisaldus avaldatakse türosiini mikromoolidena. Õppejõult saadud kaliibrimisgraafiku alusel sain türosiini kontsentratsiooniks: C 0 =0,06 mg/ml 0s C1 =0,09 mg/ml 300s
sade. Kuumutatud liha ekstraktil ei tekkinud sadet kuna kuumutamisel valgud denatureerusid. Katse 2 Võetakse 2 katseklaasi, pipeteeritakse 5 ml kumbagi lahust ja kuumutatakse keeval veevannil. Kuumutatud liha ekstraktil ei tekkinud sadet, katseklaasi sisu oli läbipaistev- valgud on eelneva kuumutamisega juba denatureerunud. Kuumutamata liha ekstraktil tekkis rohkelt sadet. Katse 3 Viiakse läbi mõlema ekstraktiga biureedi reaktsioon. Selleks pipeteeritakse katseklaasidesse 2 ml ekstrakti, lisatakse 2 ml 30%-list NaOH lahust, 1-2 tilka 2%-list CuSO4 lahust ja loksutatakse. Leeliselises keskkonnas annab valgu polüpeptiidahel vase sooladega violetse värvusega kompleksi- kuumutamata liha ekstrakt muutus violetseks, mis tähendab, et valgud ei ole denatureerunud, kuumutatud liha ekstrakt muutus helesiniseks- valgud on denatureerunud. Naatriumhüdroksiidi lahuse molaarse kontsentratsiooni määramine
moodustumist. Viis minutit pärast seda toimingut võtsin uuesti 3 ml seda hüdrolüüsisegu, mille viisin teise katseklaasi, kus oli TKÄ lahus, loksutasin. Sama toimingut kordasin 5-minutiliste intervallidega ka kolmanda ja neljanda katseklaasiga. Katseklaasid proovidega jätsin sademe täielikuks formeerumiseks 20-ks minutiks seisma. Sellel ajal panin valmis neli puhast ja kuiva katseklaasi koos lehtrite ja paberfiltritega. Järgmisena filtrisin proovid kuivadesse katseklaasidesse. Filtraat tuli täiesti selge ja läbipaistev. Siis määrasin spektrofotomeetril nende optilised tihedused lainepikkuse 280 nm juures. Vastavalt nendele väärtustele leidsin tabelist neis proovides sisalduvad türosiini kontsentratsioonid. Andmed kandsin allolevasse tabelisse: Optiline tihedus D280 Türosiini kontsentratsioon mg/ml I katseklaas (0-proov) 0,375 0,059
sadeneda. Keedetud liha ekstrakti puhul ei tekkinud sadet, keetmata liha puhul tekkis. 2. Võtsime kaks katseklaasi, millesse pipeteerisime 5 ml kumbagi ekstrakti ja kuumutasime keeval veevannil. Jälgisime sademe moodustumist ja selle kogust kummaski katseklaasis. Keedetud liha ekstrakt oli läbipaistev, sadet ei tekkinud. Keetmata liha ekstrakti puhul tekkis sade. 3. Viisime läbi mõlema ekstraktiga biureedi reaktsiooni. Selleks pipeteerisime katseklaasidesse 2 ml ekstrakti, lisasime 2 ml 30%-list NaOH lahust, 1-2 tilka 2%-list CuSO4 lahust ja loksutasime. Jälgisime biureedireaktsioonil tekkiva värvuse intensiivsust. Keetmata liha ekstrakt muutus violetseks ning oli intensiivsem, keedetud liha ekstrakt oli helesinise värvusega. Leeliselises keskkonnas annab valgu polüpeptiidiahel vase sooladega violetse värvusega kompleksi. Temperatuur mõjutas valkude denaturatsiooni. Toimus valgu kõrgemate struktuuriastmete
Käivitatati ka stopper. · 5 minuti pärast võeti sama pipetiga 3ml reaktsioonisegu ning pipeteeriti teise katseklaasi ja katseklaasi sisu loksutatakse hoolega läbi. Sama operatsiooni korratakse veel 10-ndal ja 15-ndal minutil. · Proovidega katseklaasid jäeti 15-ks minutiks seisma, ning valmistatati ette neli puhast (ja kuiva) katseklaasi ja varustatkati need lehtrite ja paberfiltritega. · Proovid filtritakse kuivadesse katseklaasidesse. Kuna esimesel filtrimisel ei saanud päris läbipaistvat lahust siis filtrisin kaks korda. · Spektrofotomeertil määrasin proovide optilised tihedused lainepikkusel 280nm, kasutades 1cm läbimõõduga kvartsküvette. Optilised tihedused · Null lahus 0,190 0,03mg/ml · 5 min lahus 0,312 0,049mg/ml · 10 min lahus 0,438 0,07mg/ml · 15 min lahus 0,583 0,092mg/ml
Töö käik: 1. Täitke katseklaasid sama koguse, nt 100 ml erisuguste taimemahladega; 2. Eraldage taimeorganitest (lehed, varred, juured, viljad) nn mahl: selleks hõõruge 50 grammi lehti või vilju (jne) uhmris peeneks, lisage umbes 80 ml vett (võimaluse korral destilleeritud vett), segage hoolikalt. Seejärel filtreerige lahus eraldi katseklaasidesse. Tahke massi võite ära visata; 3. Lülitage andmekoguja sisse ja ühendage andur andmekogujaga; 4. kontrollige, et andmekoguja näit oleks nullis. Nullida saab andmekoguja menüü abil; 5. asetage sensor esimesse katselahusesse (taimemahl 1); 6. alustage andmekogumist, siinjuures tuleb oodata mõned minutid kuni näit stabiliseerub; 7. kirjutage stabiliseerunud näit ehk elektrijuhtivuse väärtus oma tabelisse vastava mahla juurde; 8
segus sisalduvate ainete kõrgeimate kontsentratsioonidega fraktsiooni väljumiseni. Seejärel sisestan proovi, et saaks alata vedeliku voolamine läbi kolonni ning ained segust saaksid hakata eralduma. Vaatlesin oma uuritava segu koostist, et teaksin mis ained ja mis järjekorras hakkavad kolonnist väljuma. Seejärel asun kolonni voolutama, et ained kanduksid koos voolutiga läbi kolonni katseklaasidesse. Siis asun fraktsioone analüüsima, et saada teada erineva mahuga väljunud fraktsioonide ainete sisaldust (fraktsioonide optilise tiheduse kaudu). Geelkromatograafiakolonni iseloomustavad mahud · Töö käik etappide kaupa Kõigepealt iseloomustasin kolonni ja valmistasin selle ette: o Kontrollisin kolonni vertikaalsust, geelisamba vertikaalsema piiri saamiseks sai seda loksutatud ning lastud sellel uuesti settida.
Fikseeritakse reaktsiooni alguse aeg · Peale proteaasi lisamist võetakse kuiva pipetiga 3 ml reaktsioonisegu ning viiakse see esimesse TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi ja loksutatakse · Toimingut korratakse 5, 10 ja 15 minuti möödudes reaktsiooni algusest Reaktisooniproduktide sisalduse määramine ja aktiivsuse arvutamine · Proovidega katseklaasid jäetakse 15 minutiks sademe formeerumiseks seisma · Proovidega katseklaaside sisud filtreeritakse kuivadesse katseklaasidesse · Kontrollitakse, et filtraadid on täiesti selged · Proovide optilised tihedused määratakse spektrofotomeetril lainepikkusel 280 nm · Vastavalt saadud väärtustele leitakse kaliibrimissirgelt türosiini kontsentratsioonid · Koostatakse graafik, mis väljendab türosiini kontsentratsiooni sõltuvust ajast · Selle järgi leitakse türosiini juurdekasv valitud ajavahemikus · Arvutatakse ensüümipreparaadi aktiivsus Türosiini juurdekasv on 0,0044
Käivitatati stopper. · 5 minuti pärast võeti sama pipetiga 3ml reaktsioonisegu ning pipeteeriti teise katseklaasi ja katseklaasi sisu loksutatakse hoolega läbi. Sama operatsiooni korratakse veel 10-ndal ja 15-ndal minutil. · Proovidega katseklaasid jäeti 15-ks minutiks seisma, ning valmistatati ette neli puhast (ja kuiva) katseklaasi ja varustatati need lehtrite ja paberfiltritega. · Proovid filtritakse kuivadesse katseklaasidesse. Kuna esimesel filtrimisel ei saanud päris läbipaistvat lahust siis filtrisin kaks korda. · Spektrofotomeertil määrasin proovide optilised tihedused lainepikkusel 280nm, kasutades 1cm läbimõõduga kvartsküvette. Optilised tihedused · Null lahus - 0,0281 0,045mg/ml · 5 min lahus 0,343 0,057mg/ml · 10 min lahus 0,411 0,065 mg/ml · 15 min lahus 0,493,9 0,076 mg/ml
loksutati. Kohe võeti sellest 3 ml reaktsioonisegu ning viidi esimesse TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi (0-proov). Reaktsiooniseguga katseklaas pandi tagasi termostaati. 3 ml reaktsioonisegu võeti ka 5, 10 ja 15 min pärast reaktsiooni algust ning viidi igaüks eraldi TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi. Katseklaasid jäeti veel ~10 minutiks seisma, et toimuks sademe täielik formeerumine. Seejärel filtriti proovid kuivadesse katseklaasidesse, saadud filtraat pidi olema täiesti selge. Lainepikkusel =280 nm mõõdeti kõigi nelja proovi optiline tihedus. Vastavalt optilistele tihedustele leiti kaliibrimisgraafikult neis sisalduva türosiini kontsentratsioon. Tulemused Proovi aeg Optiline tihedus Türosiini kontsentratsioon min D280 mg/ml 0 0,159 0,025
Kolb hüdrolüüsiseguga asetati pärast proovi võtmist kiiresti tagasi termostaati. 5 minuti pärast võeti taas 3 ml reaktsioonisegu ning viidi teise katseklaasi, loksutati klaasi sisu hoolikalt. Sama tegevust korrati 5-minutiliste intervallidega veel kaks korda. Katseklaasid proovidega jäeti täielikuks sademe formeerumiseks umbes 15 minutiks seisma. Sel ajal pandi valmis 4 puhast ja kuiva katseklaasi ning varustati need sobivate lehtrite ja maberfiltritega. Proovid filtriti kuivadesse katseklaasidesse. Filtraadid olid täiesti selged, nagu vaja. Spektrofotomeetril määrati nende optilise tiheduse väärtused (D280). Juhendajalt saadud kaliibrimiskõveralt leiti vastavlt proovide optilise tiheduse väärtustele neis sisalduva türosiini kontsentratsiooni. Saadud andmete alusel koostati graafik: türosiini kontsentratsioon aeg (C, t). Graafikul oleva sirge järgi leiti türosiini juurdekasv C ajavahemikus t
Fikseeritakse reaktsiooni alguse aeg • Peale proteaasi lisamist võetakse kuiva pipetiga 3 ml reaktsioonisegu ning viiakse see esimesse TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi ja loksutatakse • Toimingut korratakse 5, 10 ja 15 minuti möödudes reaktsiooni algusest Reaktisooniproduktide sisalduse määramine ja aktiivsuse arvutamine • Proovidega katseklaasid jäetakse 15 minutiks sademe formuleerumiseks seisma • Proovidega katseklaaside sisud filtreeritakse kuivadesse katseklaasidesse • Kontrollitakse, et filtraadid on täiesti selged • Proovide optilised tihedused määratakse spektrofotomeetril lainepikkusel 280 nm kasutades kvartsküvette • Vastavalt saadud väärtustele leitakse kaliibrimissirgelt türosiini kontsentratsioonid • Koostatakse graafik, mis väljendab türosiini kontsentratsiooni sõltuvust ajast • Selle järgi leitakse türosiini juurdekasv valitud ajavahemikus • Arvutatakse ensüümipreparaadi aktiivsus
2.2 ja 1.3) Töö käik Töö käike on kokku neli, kus seletatakse ära mis töö tehakse, kemism (kui võimalik) ja näidatakse ära tulemused. 1.3.1 Rasvapleki proov Rasvapleki proovi katses kasutatakse orgaanilist lahustit (atsetoon), et ära määrata kas tahkes aines on rasva või mitte. Kasutatakse filterpaberit, kuhu peale pannakse läbi lahustatud kaks proovi kus kus ühes on rasva ja teises ei ole. 1. Võtta kaks filterpaberit, kaks katseklaasi. 2. Katseklaasidesse panna 1 g vastavad tahket ainet (proov 1 ja proov 2). 3. Lisada 0,5 ml orgaanilist solventi ja loksutatakse hoolikalt. 4. Tahke materjali settimise jaoks lastakse 5 minutit katseklaasidel olla. 5. Filterpaberile panna klaaspulgaga mõlemast katseklaasist üks tilk ja oodata kuni filterpaberil olev ,,täpike" ära kuivab. 6. Ära määrata kummas tundmatus tahkes aines oli rasva ja kummas mitte. Järeldus: Esimeses proovis oli rasva sees ja seda oli näha sellega, et kui vaatada valguse
(0,5-1 ml) eluenti 4. Lasen eluendil täidisesse imbuda. 5. Kordan seda protsessi väikeste kogustega seni, kuni kogu uuritav proov on kolonni sisenenud 6. Kannan geeli pinnale suurema hulga voolutit; moodustub 4-5 cm kõrgune vedeliku kiht. 7. Kui kolonnis esimene värviline riba (dekstraansinine) läheneb kolonni põhjale, siis jätkan eluaadi kogumist 2 ml fraktsioonidena kaliibritud katseklaasidesse, kuni eluaat muutub värvituks ning kogu uuritav proov on läbinud kolonni. FRAKTSIOONIDE ANALÜÜSIMINE Antud töös kasutatakse fraktsioonide analüüsimisel spektrofotomeetrit. Sellega mõõdetakse aine kontsentratsiooni igas fraktsioonis lahuse absorbtsiooni ehk optilise tiheduse väärtusena aine neeldumismaksimumile vastaval lainepikkusel. Uuritavatele ainete iseloomulikud neeldumismaksimumid on: - Dekstraansinine 670 nm - müoglobiin 410 nm
Reaktsioonid elektrolüütide lahustes. Heterogeenne tasakaal Praktiline osa NB! Sademed ei ole alati kohevad ja suuremahulised. Sademe teket uurides tuleb katseklaasi loksutada ja vaadata hoolega vastu valgust või vastu tumedat tausta, kas katseklaasis pole mitte peenekristalset või kolloidset sadet. Kirjud ja kihilised sademed viitavad lahuste liigvähesele segamisele-loksutamisele reaktsioonide läbiviimisel. 1. Rasklahustuva ühendi sadenemine ja lahustumine Katse 1.1 Valada katseklaasidesse 1 mL HCl, NaCl ja CaCl 2 lahust ning lisada igasse katseklaasi 0,1 mL (2 tilka) AgNO3 lahust. Kirjeldada, mis toimub HCl lahusele AgNO3 lahuse lisamisel (sademe teke, värvus). AgNO3 lahuse lisamisel tekkis valge sade. Kirjeldada reaktsioonivõrranditega (ioon- ja molekulaarkujul) sademe teket. HCl AgNO3 AgCl HNO3 valge sade Cl Ag AgCl
- Selle jaoks võtakse 3 puhast kolbi, ja samm-sammult lahjendamise meetodi kasutamisel valmistame kolme erineva glükoosilahuse. 4) Värvusreaktsiooni läbiviimine. - 6 Katseklaasi asetatakse statiivi. - Igale lisatakse erinevaid proovi: · 0-proov (destileeritud vesi). Kasutatakse võrdluslahusena. · 2 katseklaasi 1ml uuritava lahusega · 3 katseklaasi kaliibrimislahustega - Igasse katseklaasidesse pipeteeritakse 3ml tööreaktiivi ja loksutakse. - Katseklaasi hoitakse 20 minutit toatmperatuuril. - Mõõdetakse spektrofotomeetriga lainepikkusel 410 nm lahuste optilise tiheduse väärtused. 5) Koostame kaliibrimisgraafiku. Töö tulemused. Lahus: Absorbtsiooni väärtus: Glükoosilahus 1 (0,25 0,1318 ABS mg/ml)
Seejärel keerasin kraani vaikselt tilkuma ja panin sinna alla kolvi. Kui uuritav proov oli geeli imendunud, lisasin natuke juurde puhvrit, seejärel uuesti väikese koguse ja lõpuks lisasin rohkem, et puhvri maht ulatuse kolonni ääreni. Lasin eluaadil kolbi tilkuda seni, kuni esimene värviline riba ( sinine) jõudis kolonni põhjani ja eemaldasin siis kolbi ja kogusin edasi vedelikku fraktsioonidena nummerdatud ja kaliibritud(2ml) katseklaasidesse. Fraktsioone kogusin seni, kuni eluaadi värvituks muutumiseni ja oli näha, et kogu värviline osa oli ka kolonnist eemaldunud. Seejärel mõõtsin värviliste fraktsioonide optilised tihedused spektrofotomeetriga. Andmete analüüs: Eluaadi maht kolvis oli Vv= 23,5ml. Siis vastavalt iga järgmine fraktsiooni maht suureneb sellest 2ml võrra. Lainepikku Fraktsiooni Eluaadi Optiline s number maht tihedus (nm) (ml) (ABS)
Avati kolonni väljavooluava ning vedelikku koguti väiksesse keeduklaasi, kuni vedeliku tase oli jõudnud täidise pinnani. Kolonni väljavooluava suleti. 0,5 ml automaatpipetiga sisestati kolonni uuritav proov, avati kolonni väljavool ning esialgu väljuvat eluaati koguti väiksesse mõõtsilindrisse. Kui kolonnis liikuv esimene sinine riba oli jõudnud kolonni põhja lähedale, hakati eluaati koguma nummerdatud katseklaasidesse 2 ml kaupa. Fraktsioonide kogumine lõpetati, kui eluaat oli muutunud värvituks. Ainete kontsentratsiooni igas fraktsioonis väljendati lahuse absorbtsiooni ehk optilise tiheduse kaudu, mida mõõdeti aine neeldumismaksimumile vastaval lainepikkusel spektrofotomeetriga. Tulemused Kolonni iseloomustavad parameetrid täidise mark ja materjal: dekstraan, Sephadex G-75 täidist iseloomustav pundumistegur: k=0,1 täidise kõrgus ja kolonni sisediameeter: L=17,5 cm ; d=2,6 cm
konsentratsioonist 1,2 Reaktsiooni kiirus 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 1 2 3 4 6 Konsentratsioon Reaktsioonikiiruse olenevus temperatuurist. Nummerdatud katseklaasidesse 1; 2; 3 ja 4 mõõta igasse 4 cm3 Na2S2O3 lahust ja teise nelja katseklaasi 1*; 2*; 3* ja 4* mõõta igasse 4 cm3 H2SO4. Keeduklaasi valada vett ja asendada sinna kõik 8 katseklaasi. Viie minuti pärast mõõta keeduklaasis oleva vee temperatuuri ja valada katseklaasi 1* H2SO4 katseklaasi (1 Na2S2O3). Lahused segada ja mõõta aega lahuste kokkuvalamise momendist hägu tekkimise momendini. Keeduklaasis oleva vee temperatuuri tõsta 10 °C ning korrata katset paariga 2 ja 2*
Sade vajus seistes põhja. 0-proov sisaldas vähem sadet, 15-proovis tekkis rohkem sadet. · Proovidega katseklaasid jätsin 10-15 minutiks sadenema. Reaktsiooniproduktide sisalduse määramine ja aktiivsuse arvutamine · Panin valmis 4 plastiklehtrit ja voltisin vajalikus suuruses filterpaberid ning võtsin 4 puhast ja kuiva katseklaasi, millele tegin vastavad märgised. · Pärast sademe põhja settimist, filtrisin proovid kuivadesse katseklaasidesse ja kontrollisin, et filtrides sadet puhtasse katseklaasi ei läinud minu katseklaasid jäid selgeks. · Järgnevalt valisin spektofotomeetrilt vajamineva lainepikkuse 280 nm (D 20) ja pesin ära 1 cm läbimõõduga kvartsküveti. Ettevaatlikult kallasin proovi kvartsküvetti ja panin selle spektofotomeetrisse. Nii tegin ka ülejäänud kolme prooviga ja sain järgmised tulemused: Proov Optiline tihedus Türosiini Ajahetk (s)
inimorganismidele põhjendatakse asjaoluga, et nad takistavad kolesterooli imendumist. 1.3.1 Rasvapleki proov Lipiid lahustuvad orgaanilistes solventides. Lipiidi sisaldava lahuse tilga kandmisel paberile ja lahusti aurustumisel moodustub lipiide sisaldava proovi korral paberile rasvaplekk, millest paberi läbipaistvus suureneb (vastu valgust vaadates paberist heledam, pimeda poole vaadates tumedam) Töö käik: Kahte kuiva katseklaasi pannakse 1 g uuritavat tahket ainet. Katseklaasidesse lisatakse orgaanilist solventi (atsetooni). Loksutatakse ning lastakse settida 5 min. Kui sademe kohale on settinud selge lahuse kiht, siis kantakse mõlemast katseklaasist tilk lahust filterpaberile ja lastakse kuivada. Kuiva paberit vaadatakse vastu valgust ja varju suunas. Järeldus: Orgaanilise solvendi lisamisel lipiid lahustus. Filterpaberile kandes ja kuivatades oli selgelt näha, et üks lahus muutis paberi läbipaistvust. Pärast teise lahuse kandmiset
proovi. Ootasin, kuni segu lahutuma hakkas. 3. Hakkasin kolonni ülaossa puhverlahust lisama, puhverlahuseks oli 0,1 M NaCl lahus, mille pH=7,5. Segu, mida lahutasin koosnes kolmest komponendist: dekstraansinine, müoglobiin, DNP-aspartaat. 4. Lisasin puhverlahust, seni kuni sinine värvus kolonnis oli jõudnud peaaegu väljavooluni. Kogusin fraktsiooni mõõtekolbi. 5. Edasi kogusin fraktsiooni katseklaasidesse, mis olid kalibreeritud 2ml peale. Nii tegin kuni kolonnis polnud enam lahutatavaid aineid. 6. Kui sininse, pruuni ja kollase värvusega fraktsioonid olid kogutud, mõõtsin ära nende optilised tihedused kindlal lainepikkusel spektrofotomeetriga. Arvutused: Geelisamba kõrgus: 31cm Diameeter: 2cm, raadius=1cm, seega kolonni maht: 3,14x31=97,34 k=0,1 geelimaatriksi maht Vg= 0,1x97,34= 9,734 ml Maksimaalne elueerimismaht: Vxmax= Vt-Vg: 97,34-9,734= 87,6ml
loksutan hoolega läbi. Sama operatsiooni kordan veel 2 korda, s.t. ensüümireaktsiooni 10-ndal ja 15-ndal minutil. Reaktsiooniproduktide sisalduse määramine ja aktiivsuse arvutamine Proovidega katseklaasit jätan 15 minutiks sademe formeerumiseks. Sel ajal panen valmis 4 puhast ja kuiva katseklaasi ning varustan neid väikeste plastlehtrite ning paberfiltritega. 15 minuti pärast filtrin kuivadesse katseklaasidesse. Saadud filtraadid on täiesti selged. Spektrofotomeetril määran nelja, erineval ajal reaktsioonisegust võetud proovi optilise tiheduse väärtused lainepikkusel = 280 nm (D280), kasutades 1 cm läbimõõduga kvartsküvette. Minu tulemused: I. 0,310 A II. 0,436 A III. 0,523 A IV. 0,747 A Kaliibrimisgraafikult leian vastavalt proovide optilise tiheduse väärtustele neis sisalduva türosiini kontsentratsioon. Türosiini kontsetratsioon: I. C = 0,049 mg/ml II
Järeldus: PARANDUSED: Puhas rasvahape ei sidalda kordseid sidemeid, taimne rasv sisaldab palju kordseid sidemeid ja loomne rasv sisaldab vähe kordseid sidemeid. Liebermann Burchard'i kolesterooli määramise test Teooria: Happelises keskkonnas moodustub kolesterooli reaktsioonil happe anhüdriidiga rohelise värvusega reaktsiooniprodukt. Töö käik: Kasutasin searasva, oliiviõli ja kolesterooli 2% lahust metüleenkloriidis. Valasin kõigist lahustest 2 ml erinevatesse katseklaasidesse. Igasse katseklaasi lisasin 10 tilka värsket äädikhappe anhüdriidi ja 5 tilka kontsentreeritud väävelhapet ning loksutasin. Jälgisin muutusi. Tulemus: Kolesterooli lahus värvus roheliseks, searasv oli peaaegu värvitu/natuke kollakas ja oliivõli kollakas. Järeldus: Toimus kolesterooli reaktsioon happe anhüdriidiga. Searav ja oliivõli kolesterooli ei sisalda.
annaabi.ee 
