Tulemus: 40% rasvasisaldusega taigna juures on gaasi eraldumine stabiilne, 10% rasvasisaldusega taigna puhul toimus aga gaasi eraldumine tõusvas joones. Rasv takistab gaasi tootlikust. 5. Pärmi tõstejõu määramine Pärmi tõstejõud iseloomustab pärmi taigna kobestamisvõimet. See on aeg minutites, mille jooksul taigen tõuseb teatud suurusega vormides 70 mm. Töö käik: jahu soojendatakse eelnevalt termostaadis 35 °C-ni. 1,1 g presspärmi lahendatakse eelnevalt soojendatud soolalahusega. Seejärel valmistatakse taigen 60 g jahu, 25 ml soolalahust 2,5%, lahustatud presspärm. Segatud taigen asetatakse termostaadis soojendatud vormidesse. Tulemus: 1,5 tunni jooksul rukkikroovjahust proov kerkis mõned millimeetrid. Seega omab pärmi lisamine minimaalselt mõju toote kerkimisele. 6. Leiva poorsuse hindamine Poorsuse all mõistetakse leivasisu pooride ja leivasisu üldise mahu suhet protsentides.
Töö käik · Kaalusin 0.0076 g tahke proteaasi (alealase) preparaati, valasin selle gradueeritud katseklaasi ning lisasin vajaliku koguse puhvrit, et lahuse üldmaht oleks 5 ml. Segasin lahust proteaasi lahustumiseks 5 minuti vältel. · Samal ajal pipeteerisin suurde katseklaasi 25 ml 2% kaseiini lahust ning panin selle 10 minutiks termostaati 30 kraadi juurde soojenema. · Sel ajal, kui kaseiini lahus termostaadis soojenes, võtsin 4 katseklaasi, nummerdasin ning pipeteerisin igaühte 3 ml 5% trikloroäädikhapet. · Kui termostaadis olev lahus oli piisavalt soojenenud, lisasin sellele 1 ml proteaasilahust, loksutasin korralikult ja kiiresti ning võtsin reaktsioonisegu ml segu ning pipeteerisin selle esimesse nummerdatud katseklaasi TKÄ-ga. Fikseerisin reaktsiooni algusaja. (0-proov)
kontsentratsioon kindlatel aegadel reaktsioonisegust võetud proovides. Töö käik Kaalusin 0.02 g tahke proteaasi (esperaas) preparaati, valasin selle gradueeritud katseklaasi ning lisasin vajaliku koguse puhvrit, et lahuse üldmaht oleks 5 ml. Segasin lahust proteaasi lahustumiseks 5 minuti vältel. Samal ajal pipeteerisin suurde katseklaasi 25 ml 2% kaseiini lahust ning panin selle 10 minutiks termostaati 30 kraadi juurde soojenema. Sel ajal, kui kaseiini lahus termostaadis soojenes, võtsin 4 katseklaasi, nummerdasin ning pipeteerisin igaühte 3 ml 5% trikloroäädikhapet. Kui termostaadis olev lahus oli piisavalt soojenenud, lisasin sellele 1 ml proteaasilahust, loksutasin korralikult ja kiiresti ning võtsin reaktsioonisegu ml segu ning pipeteerisin selle esimesse nummerdatud katseklaasi TKÄ-ga. Fikseerisin reaktsiooni algusaja. (0-proov) Täpselt 5 minuti möödumisel võtan taas reaktsioonisegu termostaadist ja pipeteerin 3 ml lahust teise TKÄ-ga
lahustuv tselluloostriatsetaat. Tselluloostriatsetaat on tavalisest lahustites lahustumatu. see raskendab temast niidi ja kile valmistamist. Lahustuvuse suurendamiseks triatsetaat osaliselt hüdrolüüsitakse kuni diatsetaadini. Saadud produkt on atsetoonis lahustuv. Atsetüültselluloosi lahusest atsetoonis valmistatakse atsetaatkiudu. Plastifitseeritud atsetüültselluloosi kasutatakse plastmassina filmilinide valmistamisel jne. Polümeer ja reaktiivid: Eelnevalt termostaadis kuivatatud puuvillavatt niiskussisaldusega mitte üle 6% - 0,4 g, lämmastikhape tihedusega 1,4 g/sm3 - 7ml, väävelhape tihedusega 1,84 g/sm3 - 13 ml, lahustid - atsetoon, etanooli ja dietüüleetti segu ( 1:3 ), universaalne indikaatorpaber. Seadmed ja vahendid: Koonilised kolvid 50 ml - 2 tk., klaaspulk, kuivad katseklaasid , klaasplast, tiiglitangid, aparatuur leekpunkti määramiseks. Töö eesmärk:
kontsentratsioon kindlatel aegadel reaktsioonisegust võetud proovides. Töö käik Kaalusin 0.005 g tahke proteaasi (amülaasi) preparaati, valasin selle gradueeritud katseklaasi ning lisasin vajaliku koguse puhvrit, et lahuse üldmaht oleks 5 ml Segasin lahust proteaasi lahustumiseks 5 minuti vältel. Samal ajal pipeteerisin suurde katseklaasi 25 ml 2% kaseiini lahust ning panin selle 10 minutiks termostaati 30 kraadi juurde soojenema. Sel ajal, kui kaseiini lahus termostaadis soojenes, võtsin 4 katseklaasi, nummerdasin ning pipeteerisin igaühte 3 ml 5% trikloroäädikhapet. Kolbidesse lisasin ettenähtud aegadel reaktsioonisegust võetud proovi. Kui termostaadis olev lahus oli piisavalt soojenenud, lisasin sellele 1 ml proteaasilahust, loksutasin korralikult ja kiiresti ning võtsin reaktsioonisegu ml segu ning pipeteerisin selle esimesse nummerdatud katseklaasi TKÄ-ga. Fikseerisin reaktsiooni algusaja. (0-proov) Sarnaselt toimisin veel 10 ja 20 minuti
Selget lahust siin ei teki, kuna ensüümpreparaat sisaldab lisaks ensüümivalgule ka muid valke ja täiteaineid. Seejärel võtan 50 ml mahuga katseklaas ja pipeteerin sinna 25 ml 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris (pH=4,8). Panen katseklaasile korgi peale ning asetan selle 10 minutiks vesitermostaati 30o juurde soojenema. Võtan kolm koonilist kolbi, mahuga 250 ml. Pipeteerin sinna 10 ml komplekslahust (CuSO4 ja EDTA-Na Na2CO3 lahuses). Võtan termostaadis 10 minutit seisnud sahharoosi lahuse ja lisan sinna 1 ml invertaasilahust. Loksutan hoolikalt läbi ning võtan koheselt 1 ml proovi ja lisan selle ühte komplekslahuse kolbi. Ülejäänud sahharoosilahuse asetan tagasi termostaati seisma 10 minutiks. Pärast 10 minutit võtan sahharoosilahuse termostaadist taaskord välja ning pipeteerin sellest 1 ml lahust teise komplekslahuse kolbi. Asetan sahharoosilahuse veel 10 minutiks termostaati ning pipeteerin pärast seda ka
Töö käik Töös kasutatakse juhtivusnõusse valatud elektrolüüdilahuse takistuse mõõtmiseks vaheluvvoolusilda P-38. Juhtivusnõu loputada paar korda uuritava lahusega ning seejärel pipeteerida vastavalt nõu mahule selline hulk, et elektroodod oleksid 3-5 mm ulatuses lahusega kaetud. Kõikide mõõtmiste puhul peab vedeliku hulk olema ühesugune. Juhtivusnõu asetada vesitermostaati, mille temperatuuri hoida püsivana 25°C. Juhtivusnõud hoida 10-15 min termostaadis, seejärel ühedada elektroodid vahelduvvoolusillaga ja mõõta lahusekihi takistus. Samal viisil määrata ka lahjenduste takistused. Katsete lõpetamisel tuleb elektroodid jätta destilleeritud vette seisma. Valemid Nõu konstant: Elektrijuhtivus: Ekvivalentjuhtivus: Piiriline ekvivalentjuhtivus: Näiline dissotsiatsioonikonstant: Katsetulemused A. Elektroodide konstandi määramine: mõõdetud takistus 0,02 n KCl lahusega 1) 162,5 .
Töö käik: Võeti Petri tass. Laminaarboksis steriliseeriti söötmekolbisuue ning siis valati Petri tassi põhjale kasvusöödet nii, et põhi oleks ühtlaselt kaetud. Siis hajutati ringikujuliste liigutustega sööde Petri tassis ühtlaselt laiali. Söötmel lasti paar minutit tarduda. Võeti välisõhuproov laboriruumis. Pandi Petri tass õhuproovi võtmise kohta (riiulile) ja oodati 5 minutit. Pärast 5 minutit ootamist suleti Petri tass. Petri tass paigutati termostaati. Termostaadis hoitakse proovi 48-72 t (2-3 ööpäeva). Õhumikroobide arvutamiseks on olemas järgnes seos: 5 min jooksul sadeneb 100 cm2 suurusele söötme pinnale ligikaudu samapalju mikroobe, kui neid on 10 l õhus. Leida õhus olevate mikroobide arv, kui Petri tassi läbimõõt on ca 10 cm. 1) Arvutati Petri tassi pindala, millega saadi tegeliku mikroobide sadenemise pindala: d=10 cm r= 5 cm S= r2 3,14 52 = 78,5 (cm2) 2) Arvutati tegelik õhuhulk, mis sadenes Petri tassile:
Seejärel täidetakse viskosimeetri toru kuni 25 mm toru otsast allapoole uuritava vedelikuga ja pannakse kohale tabeli alusel valitud kuul. Jälgitakse, et kuuli alla ei jääks humulle, ja suletakse toru. Viskosimeetri mantel ühendatakse termostaadiga, mis on reguleeritud nutavale temperatuurile. Lubatav temperatuuri kikumine katse vältel on ±0,1°. Katset võib alustada10 ..15 min järel, mis on vajalik temperatuuri ühtlustumiseks uuritavas vedelikus ja termostaadis. Pööratakse viskosimeetrit ja mdetakse stopperi abil aeg, mille jooksul kuul läbib vahemaa kahe äärmise kriipsu vahel. Seejärel pööratakse viskosimeetrit uuesti ja katset korratakse. Tehakse 3 vi 5 mtmist, millest vetakse keskmine.Edasi tstetakse termostaadi temperatuur ppeju poolt etteantud järgmisele väärtusele, hoitakse seda 10 -15 minuti vältel ja mdetakse uuesti kuuli langemise aeg. Korrektsete tulemuste saamiseks on vajalik, et langemise aeg ületaks 30 sekundit. Kuul nr 4
Töö eesmärk. Määrata vedeliku viskoossuse temperatuuriolenevus. Arvutada viskoossuse aktiveerimisenergia. Töö käik. Täidetakse viskosimeetri toru kuni 25 mm toru otsast allapoole uuritava vedelikuga ja pannakse kohale tabeli alusel valitud kuul. Viskosimeetri mantel ühendatakse termostaadiga, mis on reguleeritud nutavale temperatuurile. Katset võib alustada10 ..15 min järel, mis on vajalik temperatuuri ühtlustumiseks uuritavas vedelikus ja termostaadis. Pööratakse viskosimeetrit ja mdetakse stopperi abil aeg, mille jooksul kuul läbib vahemaa kahe äärmise kriipsu vahel. Seejärel pööratakse viskosimeetrit uuesti ja katset korratakse. Tehakse 3 vi 5 mtmist, millest vetakse keskmine. Edasi tstetakse termostaadi temperatuur ppeju poolt etteantud järgmisele väärtusele, hoitakse seda 10 -15 minuti vältel ja mdetakse uuesti kuuli langemise aeg. Valemid. f = 6rv on vedeliku viskoossus, r - kera raadius,
(0,5ml ensüümi + 9,5ml atsetaat puhvrit). Katseklaasi sisu segati 5min vältel ettevaatlikult. · Võeti 50ml mahuga katseklaas, kuhu pipeteeriti 25ml substraati, milleks on 7% sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH = 4,8. Katseklaasile pannakse kork ning asteatakse 10 minutiks vesitermostaati 30±1C juurde. · Võeti kolm 250ml koonilist kolbi, kuhu pipeteeriti 10ml komplekslahust. · Kui substraat saavutas termostaadis õige temperatuuri lisatakse 0,5ml uuritavat töölahust, loksutatakse läbi ja pipeteeritakse kiiresti 0,5ml töölahust ühte komplekslahusega kolbi ning käivitatakse stopper. · 10 ja 20 minuti pärast pipeteeritakse ülejäänud kahte koonilisse kolbi 0,5ml töölahust. · Koonilsi kolbe keeta elektripliidil püstjahutiga 10min alates keema mineku hetkest ning lõpetada keetmine lisades 150ml destileeritud vett.
atsetaatpuhvriga (pH 4,8) 1 : 50. (0,02 ml preparaati ja u 10 ml atsetaatpuhvrit). Loksutatakse hoolikalt ühtlase segu tekkimiseni. · 50 ml katseklaasi pipeteeritakse 25 ml substraati ( 7 % sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH 4,8) ja kaetakse korgiga. · Katseklaas asetatakse omakorda vesitermostaati 30 kraadi juurde u 5-10 minutiks. · Samal ajal pipeteeritakse kolme koonilisse 250 ml kolbi 10 ml komplekslahust. · Kui termostaadis olev lahus on saavtunad soovitava temperatuuri lisatakse substraadile 1 ml uuritavat invertaasi töölahust, loksutatakse ja fikseeritakse reaktsiooni algusaeg. · Kohe pipeteeritakse kuiva pipetiga 1 ml reaktsioonisegu ühte koonilisse kolbi. 10 ja 20 minuti möödudes korratakse tegevust. · Formeerub punane Cu2O sade. · Kolvid asetatakse elektripliidile püstjahutite alla 10 minutiks keema.
Arvutada viskoossuse aktiveerimis- energia. Töö käik Seade on ette valmistatud, ning kuul nr. 4 glütseriini sisse pandus. Edasi jälgitakse, et kuuli alla ei jääks humulle, ja suletakse toru. Viskosimeetri mantel ühendatakse termostaadiga, mis on reguleeritud nutavale temperatuurile. Lubatav temperatuuri kikumine katse vältel on 0,10. Katset võib alustada10 ..15 min järel, mis on vajalik temperatuuri ühtlustumiseks uuritavas vedelikus ja termostaadis. Pööratakse viskosimeetrit ja mdetakse stopperi abil aeg, mille jooksul kuul läbib vahemaa kahe äärmise kriipsu vahel. Seejärel pööratakse viskosimeetrit uuesti ja katset korratakse. Tehakse 3 vi 5 mtmist, millest vetakse keskmine. Edasi tstetakse termostaadi temperatuur ppeju poolt etteantud järgmisele väärtusele, hoitakse seda 10 -15 minuti vältel ja mdetakse uuesti kuuli langemise aeg. Valemid EA = Ae RT ln = ln A + EA/RT. t -t
aktiveerimisenergia. Töö käik: Töövahendid puhastatakse hoolikalt. Seejärel täidetakse viskosimeetri toru kuni 25 mm toru otsast allapoole uuritava vedelikuga ja pannakse kohale tabeli alusel valitud kuul. Jälgitakse, et kuuli alla ei jääks humulle, ja suletakse toru. Viskosimeetri mantel ühendatakse termostaadiga, mis on reguleeritud nutavale temperatuurile. Katset võib alustada10 ..15 min järel, mis on vajalik temperatuuri ühtlustumiseks uuritavas vedelikus ja termostaadis. Pööratakse viskosimeetrit ja mdetakse stopperi abil aeg, mille jooksul kuul läbib vahemaa kahe äärmise kriipsu vahel. Seejärel pööratakse viskosimeetrit uuesti ja katset korratakse. Tehakse 3 vi 5 mtmist, millest vetakse keskmine.Edasi tstetakse termostaadi temperatuur ppeju poolt etteantud järgmisele väärtusele, hoitakse seda 10 -15 minuti vältel ja mdetakse uuesti kuuli langemise aeg. Korrektsete tulemuste saamiseks on vajalik, et langemise aeg ületaks 30 sekundi.
Töö käik Töös kasutatakse juhtivusnõusse valatud elektrolüüdilahuse takistuse mõõtmiseks vaheluvvoolusilda P-38. Juhtivusnõu loputada paar korda uuritava lahusega ning seejärel pipeteerida vastavalt nõu mahule selline hulk, et elektroodod oleksid 3-5 mm ulatuses lahusega kaetud. Kõikide mõõtmiste puhul peab vedeliku hulk olema ühesugune. Juhtivusnõu asetada vesitermostaati, mille temperatuuri hoida püsivana 25°C. Juhtivusnõud hoida 10-15 min termostaadis, seejärel ühedada elektroodid vahelduvvoolusillaga ja mõõta lahusekihi takistus. Kui nõu on puhas, siis määratakse nõu konstant kindla kontsentratsiooniga (tavaliselt kasutatakse 0,02n) KCl lahuse abil, mis on laboratooriumis valmistatud kahekordselt kristallitud ning temperatuuril 600 °C kuumutatud KCl-st ning juhtivusveest. Elektroode loputatakse paar korda KCl lahusega. Nõu täidetakse pipetiga ja mõõdetakse takistus. Katset korratakse uue KCl lahusega.
kontsentratsioon (kaliibrimissirgelt). Töö käik Kasutati tahket invertaasi, mida kaaluti 0,01g ja millele lisati 5ml atsetaatpuhvrit, mille pH=4,8. Seda segati klaaspulgaga 5 minutit. 50ml katseklaasi pipeteeriti 25ml 7%-list sahharoosilahust atsetaatpuhvris (pH=4,8) ja katseklaas asetati vesitermostaati 30-kraadi juurde 10ks minutiks. Samal ajal valmistati ette kolm 250ml koonilist kolbi, pipeteerides sinna 10ml komplekslahust. Kui substraat termostaadis 10 minutit oli olnud, võeti see välja, lisati sellele 1ml invertaasi töölahust, loksutati katseklaasi, fikseeriti ensüümireaktsiooni algusaeg, võeti sealt kuiva pipetiga 1ml lahust ja asetati katseklaasi tagasi termostaati. Pipett tühjendati esimesse komplekslahusega kolbi. See oli 0-proov. 10 minuti pärast võeti sama pipetiga 1ml reaktsioonisegu ja viidi teise kolbi, katseklaas asetati tagasi termostaati, kust see järgmise 10 minuti pärast taas võeti, et ka kolmandasse kolbi 1ml
Sulgesin katseklaasi korgiga ja loksutasin lahust kontsentratsiooni ühtlustamiseks. 2. Võtsin 50 ml mahuga katseklaasi, kuhu pipeteerisin 25 ml substraati, milleks oli 7% sahharoosi lahus atsetaatpuhvris(pH=4,8). Katseklaasile panin korgi peale ning asetasin 10 minutiks vesitermostaati 30±1C° juurde. 3. Võtsin kolm 250 ml koonilist kolbi, kuhu pipeteerisin 10 ml komplekslahust, milleks oli Cu(II)-triloon B kompleks. 4. Kui substraat saavutas termostaadis vastava temperatuuri, lisasin 1 ml uuritavat töölahust, loksutasin läbi ja võtsin lahusest 0-proovi ehk pipeteerisin samast lahusest koonilisse kolbi 1 ml töölahust ja käivitasin stopperi. 5. 10 ja 20 minuti pärast pipeteeritakse ülejäänud kahte kolbi samuti 1 ml töölahust. 6. Koonilisi kolbe keetsin elektripliidil püstjahutiga all 10 minutit, aega arvestasin sellest hetkest, kui lahus läks keemia
Seejärel täidetakse viskosimeetri toru kuni 25 mm toru otsast allapoole uuritava vedelikuga ja pannakse kohale tabeli alusel valitud kuul. Jälgitakse, et kuuli alla ei jääks humulle, ja suletakse toru. Viskosimeetri mantel ühendatakse termostaadiga, mis on reguleeritud nutavale temperatuurile. Lubatav temperatuuri kikumine katse vältel on ±0,10. Katset võib alustada 10..15 min järel, mis on vajalik temperatuuri ühtlustumiseks uuritavas vedelikus ja termostaadis. Pööratakse viskosimeetrit ja mdetakse stopperi abil aeg, mille jooksul kuul läbib vahemaa kahe äärmise kriipsu vahel. Seejärel pööratakse viskosimeetrit uuesti ja katset korratakse. Tehakse 3 vi 5 mõõtmist, millest vetakse keskmine.Edasi tstetakse termostaadi temperatuur õppejõu poolt etteantud järgmisele väärtusele, hoitakse seda 10 -15 minuti vältel ja mdetakse uuesti kuuli langemise aeg. Valemid: t t
termistor termostaadist välja ning võtta üles tunnusjoon R f ( t ) , milleks fikseerida termistori takistus iga 10 sekundi tagant (ca 4 min jooksul), kuni see enam muutu. Mõõtmistulemused kanda tabelisse ja kujundada sõltuvus R f ( t ) millimeetripaberil. Mõõta ruumi temperatuur (soojenemise algtemperatuur) 0 . Posistori soojendamist jätkata termostaadis vastavalt eespool esitatud tingimus- tele, posistori jahtumistunnusjoont üles võtta ei saa, kuna tema tööpiirkond on väga kitsas. Sõltuvuste R f ( ) ja R f ( t ) graafikute alustel kujundada sõltuvuse f ( t ) graafik jahtumisel. Ajakonstandi T võib määrata graafikult suvalisel meetodil (näit. puutuja abil). Teguri B leidmiseks võib kasutada järgmist valemit 1 2 R
Analüütilistel kaaludel kaaluti 0,0203 g tahket ensüümpreparaati, viidi see gradueeritud katseklaasi, lisati puhverlahus (5 ml) ning segati klaaspulgaga, kuni ensüüm oli lahustunud. 50 ml katseklaasi pipeteeriti 25 ml 2% kaseiini lahust, katseklaas suleti korgiga ning asetati vesitermostaati 30 °C juurde 5-10 minutiks. 1 4 kuiva 20 ml katseklaasi pipeteeriti 3 ml 5% trikloroäädikhappe lahust. Kui kaseiini lahus oli termostaadis soojenenud, pipeteeriti sellele 1 ml proteaasi töölahust, segu loksutati. Kohe võeti sellest 3 ml reaktsioonisegu ning viidi esimesse TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi (0-proov). Reaktsiooniseguga katseklaas pandi tagasi termostaati. 3 ml reaktsioonisegu võeti ka 5, 10 ja 15 min pärast reaktsiooni algust ning viidi igaüks eraldi TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi. Katseklaasid jäeti veel ~10 minutiks seisma, et toimuks sademe täielik formeerumine. Seejärel filtriti
Selleks võeti 0,0245 g tahket invertaasi preparaati, mis lahustati 5 ml atsetaatpuhvris, mille ph oli 4,8. 50 ml katseklaasi pipeteeriti 25 ml 7% sahharoosi lahust atsetaatpuhvris (ph 4,8). Katseklaas suleti korgiga ning asetati vesitermostaati 30°C juurde umbes 10 minutiks. Kolme 250 ml koonilisse kolbi pipeteeriti 10 ml komplekslahust (ekvimolaarsetes hulkades CuSO4 ja triloon B, kõrge kontsentratsioon Na2CO3 lahuses) ~10 minuti pärast lisati termostaadis soojendatud substraadile 1 ml invertaasi töölahust, loksutati nind asetati tagasi termostaati. Fikseeriti reaktsiooni alguse aeg. Pärast reaktsioonisegu läbiloksutamist võeti sellest 1 ml lahust ning viidi ühte komplekslahust sisaldavasse kolbi. Selles määratav taandavate suhkrute sisaldus näitab hüdrolüüsi alghetke olukorda. 10 minutit pärast reaktsiooni algust võeti uuesti 1 ml lahust ning viidi teise komplekslahuse kolbi ja
jäljed omakorda eetriga. Seejärel täidetakse viskosimeetri toru kuni 25 mm toru otsast allapoole uuritava vedelikuga ja pannakse kohale tabeli alusel valitud kuul. Jälgitakse, et kuuli alla ei jääks humulle, ja suletakse toru. Viskosimeetri mantel ühendatakse termostaadiga, mis on reguleeritud nutavale temperatuurile. Lubatav temperatuuri kikumine katse vältel on 0,10. Katset võib alustada10 ..15 min järel, mis on vajalik temperatuuri ühtlustumiseks uuritavas vedelikus ja termostaadis. Pööratakse viskosimeetrit ja mdetakse stopperi abil aeg, mille jooksul kuul läbib vahemaa kahe äärmise kriipsu vahel. Seejärel pööratakse viskosimeetrit uuesti ja katset korratakse. Tehakse 3 vi 5 mtmist, millest vetakse keskmine.Edasi tstetakse termostaadi temperatuur ppeju poolt etteantud järgmisele väärtusele, hoitakse seda 10 -15 minuti vältel ja mdetakse uuesti kuuli langemise aeg. Korrektsete tulemuste saamiseks on vajalik, et langemise aeg ületaks 30 sekundit
1. Uuritavaks proteaasiks on alkalaas, millest ma valmistasin 5ml lahust kontsentratsiooniga 1,5 mg/ml. 2. Võtsin 25 ml mahuga suure katseklaasi, kuhu pipeteerisin 25 ml 2%-list kaseiinilahust, mille pH on reguleeritud ensüümile sobivale väärtusele. Klaasi katsin korgiga ja asetasin vesitermostaati 30 °C juurde umbes 510 minutiks 3. Võtsin 4 kuiva normaalmõõdus (20 ml) katseklaasi ja nummerdasin. Igaühte pipeteerisin 3 ml 5%-list TKÄ lahust 4. Termostaadis olevevale kaseiinilahusele lisasin ensüümi ning märkisin reaktsiooni alguse aja üles. 5. Peale ensüümi lisamist võtsin puhta kuiva pipetiga võimalikult kiiresti 3 ml reaktsioonisegu ning viisin TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi (0-proov) ja loksutasin. Reaktsioonisegu asetasin tagasi termostaati. 6. 5 minuti ja 45 sek pärast võtsin sama pipetiga 3 ml reaktsioonisegu teise katseklaasi ja loksutasin
ml atsetaatpuhvriga, mille pH oli 4,8. 15 ml tuubi pipeteerisin 10 ml 7% sahharoosi lahust atsetaatpuhvris (pH 4,8) . Tuub suleti korgiga ning asetati vesitermostaati 30 oC juurde umbes 10 minutiks. Võetsin kolm koonilist kolbi mahuga 250 ml, kuhu pipeteerisin igasse 10 ml komplekslahust. Kolbidesse viiakse reaktsioonisegust (=hüdrolüüsisegust) kindlatel aegadel võetud proovid, et neis määrata taandavate suhkrute sisaldust. Kui substraat on termostaadis saavutanud temperatuuri 30ºC, lisasin sellele 0,4 ml invertaasi töölahust ja loksutasin. Kohe peale reaktsioonisegu läbiloksutamist võetakse sellest pipetiga 1 ml lahust ja viiakse ühte kolbidest, kus on komplekslahus. Reaktsioonisegu tuub panin termostaati tagasi ja käivitasin stopperit. 10 ja 20 minuti pärast kordusin seda. Kolvid komplekslahusega, kuhu on lisatud hüdrolüüsisegust võetud proovid, asetasin 10 min elektripliidile püstjahuti alla keema
Alglahus: 0,2 ml, 50 x lahjendus kokku 10 ml Sulen katseklaasi korgiga, lahust loksutan kontsentratsiooni ühtlustamiseks. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüs) läbiviimine Pipeteerisin 50 ml mahuga katseklaasi 25 ml 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris pH-ga 4,8 (substraat). Sulgesin katseklaasi korgiga ning asetasin vesitermostaati 30°C juurde soojenema 10 minutiks. Pipeteerisin kolme 250 ml-sse koonilisse kolbi 10 ml komplekslahust. Kui substraat oli saavutanud termostaadis temperatuuri 30°C, lisasin sinna 1 ml invertaasi töölahust, loksutasin ning võtsin sellest reaktsioonisegust 1 ml lahust ja viisin ühte komplekslahusega kolbi (0-proov). Seejärel asetasin katseklaasi tagasi termostaati. 10 minutit peale ensüümireaktsiooni algust võtsin reaktsioonisegust 1 ml lahust ning viisin teise komplekslahusega kolbi. 20 minutit peale ensüümireaktsiooni algust võtsin veel 1 ml reaktsioonisegu ning viisin selle kolmandasse kolbi.
Seejärel täidetakse viskosimeetri toru kuni 25 mm toru otsast allapoole uuritava vedelikuga ja pannakse kohale tabeli alusel valitud kuul. Jälgitakse, et kuuli alla ei jääks humulle, ja suletakse toru. Viskosimeetri mantel ühendatakse termostaadiga, mis on reguleeritud nutavale temperatuurile. Lubatav temperatuuri kikumine katse vältel on ±0,10. Katset võib alustada10 ..15 min järel, mis on vajalik temperatuuri ühtlustumiseks uuritavas vedelikus ja termostaadis. Pööratakse viskosimeetrit ja mdetakse stopperi abil aeg, mille jooksul kuul läbib vahemaa kahe äärmise kriipsu vahel. Seejärel pööratakse viskosimeetrit uuesti ja katset korratakse. Tehakse 3 vi 5 mtmist, millest vetakse keskmine.Edasi tstetakse termostaadi temperatuur ppeju poolt etteantud järgmisele väärtusele, hoitakse seda 10 -15 minuti vältel ja mdetakse uuesti kuuli langemise aeg. Korrektsete tulemuste saamiseks on vajalik, et langemise aeg ületaks 30 sekundit.
Mõõdan pipetiga 0,5 ml vedelat ensüümpreparaati ning viin selle gradueeritud katseklaasi. Lisan 9,5 ml atsetaatpuhvrit. 2. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine Pipeteerisin 50 ml mahuga katseklaasi 25 ml 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris pH-ga 4,8 (substraat). Sulgesin katseklaasi parafilmiga ning asteasin vesitermostaati 30°C juurde soojenema. Pipeteerisin kolme 250 ml koonilisse kolbi 10 ml komplekslahust. Kui substraat oli saavutanud termostaadis temperatuuri 30°C, lisasin sinna 0,5 ml invertaasi töölahust, loksutasin ning võtsin sellest reaktsioonisegust 1 ml lahust ja viisin ühte komplekslahusega kolbi (0-proov). Seejärel asetasin katseklaasi tagasi termostaati. 10 minutit peale ensüümireaktsiooni algust võtsin reaktsioonisegust 1 ml lahust ning viisin teise komplekslahusega kolbi. 20 minutit peale ensüümireaktsiooni algust võtsin veel 1 ml reaktsioonisegu ning viisin selle kolmandasse kolbi. 3
ml kohta (kat/ml). Töö käik Lahustina kasutatati atsetaatpuhvrit pH väärtusega 4,8. Invertaasi preparaati lahjendatati puhvriga 20 korda. Arvutati välja vedela preparaadi vajalik maht (0,5 ml ensüümilahust, 9,5 ml tsetaatpuhvrit). 50 ml katseklaasi pipeteeriti 25 ml 7% sahharoosi lahust atsetaatpuhvris. Katseklaas suleti korgiga ning asetati vesitermostaati 30°C juurde umbes 10 minutiks. Kolme 250 ml koonilisse kolbi pipeteeriti 10 ml komplekslahust . 5 minuti pärast lisati termostaadis soojendatud substraadile 1 ml invertaasi töölahust, loksutati. Kiiresti võeti 1 ml lahust ja pandi komplekslahusega kolbi (see oli 0-proov, selles määratav taandavate suhkrute sisaldus näitab hüdrolüüsi alghetke olukorda) ning töölahus asetati tagasi termostaati. Fikseeriti reaktsiooni alguse aeg. 10 minutit pärast reaktsiooni algust võeti uuesti 1 ml lahust ning viidi teise komplekslahuse kolbi ja 20 minutit pärast reaktsiooni 1 ml lahust kolmandasse kolbi.
· võetakse tardsöötmetel eelkasvatatud organisme ehk 2 bakterit ja pärmi · tehakse väljakülvid joonkülvi meetodil, jälgides järgmise skeemi Bakterid: 4 tassi PCA-söötmega Pärm: 4 tassi Malt agariga. · inkubeeritakse järgmistel temperatuuridel: külmutuskapis +5 ºC, toatemperatuuril +18 22 ºC; termostaadis +35 ºC ja termostaadis +50 ºC. · iga 48 järel märgitakse üles tassidel toimunud muutused Saccharomyces Pseudomonas sp Staphylococcus sp cerevisiae ,,pruun ,, +5°C +20°C +35°C +50°C +5 °C +20°C +35°C +50°C Külvi skeem 2
moodustavad bakterid või kokid Etapp2. Mikroorganismide kasvukiiruse sõltuvuse uurimine 1. Temperatuurist: · võetsime tardsöötmetel eelkasvatatud organisme ehk 2 bakterit ja pärmi · tegime väljakülvid joonkülvi meetodil Bakterid: 4 tassi PCA-söötmega Pärm: 4 tassi Malt agariga. · inkubeerisime järgmistel temperatuuridel: külmutuskapis +5 ºC, toatemperatuuril ~22ºC; termostaadis +35 ºC ja termostaadis +50 ºC. · umbes iga 48 järel märkisime üles tassidel toimunud muutused Saccharomyce Pseudomonas Bacillus sp Ps 42 s cerevisiae sp 105 +5°C +20°C +35°C +50°C +5 °C +20°C +35°C +50°C Külvi skeem 2. Keskkonna pH-st ehk pH optimumi määramine
segasin klaasi sisu 5 minuti vältel ettevaatlikult, kuni moodustus ühtlane suspensioon. Ensüümireaktsiooni läbiviimine · 50 ml katseklaasi pipeteerida 25 ml substraati (7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvris), katseklaas varustada korgiga, asetada 5-10 minutiks vesitermostaati 30C juurde soojenema. · Kolme koonilisse kolbi pipeteerida 10 ml komplekslahust. · Kui substraat on termostaadis saavutanud vajaliku temperatuuri (30C), lisada sellele 1 ml uuritavat invertaasi töölahust, loksutada ning asetada tagasi termostaati. Fikseerida ensüümireaktsiooni aeg! · Kohe pärast läbiloksutamist võtta reaktsioonisegust kuiva pipetiga 1 ml lahust ja viia ühte kolbidest, kus on komplekslahus. See on 0-proov ning proovi võtmine peab toimuma võimalikult kiiresti. · 10 minutit pärast ensüümireaktsiooni algust võtta sama pipetiga 1 ml reaktsioonisegu
· Võetakse 50 ml mahuga katseklaas, kuhu pipeteeritakse 25 ml substraati (7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvris), katseklaas suletakse korgiga ja jäetakse vesitermostaati ~30 juurde soojenema. · Võetakse kolm 250 ml mahuga koonilist kolbi, kuhu pipeteeritakse 10 ml komplekslahust. Kolbidesse viiakse reaktsioonisegust erinevatel aegadel proove, et neis määrata taandavate suhkrute sisaldus. · Kui substraat on termostaadis saavutanud ~30, lisatakse sellele 1 ml uuritavat invertaasi töölahust, loksutatakse ja võetakse võimalikult kiiresti 1 ml uuritavat lahust, katseklaas asetatakse võimalikult kiiresti termostaati tagasi. Samal ajal käivitatakse stopper, et fikseerida reaktsiooni algusaeg. · Esimene proov pannakse ühte koonilisse kolbi, milles on juba komplekslahus. Seda nimetatakse 0-prooviks, mis iseloomustab reaktsiooni algushetke.
Klaaspulgaga,kuni ühtlase suspensiooni moodustumiseni. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine 1) Võtan 50 ml mahuga katseklaas,kuhu pipeteerin 25ml substraati,milleks on 7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH väärtusega 4,8. Katseklaas varustan fooliumiga ja asetan umbes 10 minutiks vesitermostaati 30 ºC juurde soojenema. 2) Võtan kolm koonilist kolbi mahuga 250 ml,kuhu pipeteerin 10 ml komplekslahust. 3) Kui substraat on termostaadis saavutanud temperatuuri 30 ºC lisan sellele 0,5ml uuritavat invertaasi töölahust,lahus loksutan kiiresti. Asetan katseklaas termostaati tagasi. 4) Kohe peale reaktsiooni segu läbiloksutamist võtan sellest kuiva pipetiga 1 ml lahust ja lisan ühte kolbidest,kus on kompleks lahus. See on 0-proov. 5) 10 minutit peale ensüümreaktsiooni algust võtan sama pipetiga 1ml reaktsioonisegu ja lisan teise komplekslahust sisaldavasse kolbi.
omakorda eetriga. Seejärel täidetakse viskosimeetri toru kuni 25 mm toru otsast allapoole uuritava vedelikuga ja pannakse kohale tabeli alusel valitud kuul. Jälgitakse, et kuuli alla ei jääks humulle, ja suletakse toru. Viskosimeetri mantel ühendatakse termostaadiga, mis on reguleeritud nutavale temperatuurile. Lubatav temperatuuri kikumine katse vältel on 0,10. Katset võib alustada10 ..15 min järel, mis on vajalik temperatuuri ühtlustumiseks uuritavas vedelikus ja termostaadis. Pööratakse viskosimeetrit ja mdetakse stopperi abil aeg, mille jooksul kuul läbib vahemaa kahe äärmise kriipsu vahel. Seejärel pööratakse viskosimeetrit uuesti ja katset korratakse. Tehakse 3 vi 5 mtmist, millest vetakse keskmine.Edasi tstetakse termostaadi temperatuur ppeju poolt etteantud järgmisele väärtusele, hoitakse seda 10 -15 minuti vältel ja mdetakse uuesti kuuli langemise aeg. Korrektsete tulemuste saamiseks on vajalik, et langemise aeg ületaks 30 sekundit.
Katseklaas täidetakse 10 ml-ni puhverlahusega. Katseklaas suletakse korgiga ja loksutatakse kontsentratsiooni ühtlustamiseks. Ensüümreaktsiooni läbiviimine 50 ml katseklaasi pipetaaritakse 25 ml substraati: 7% sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH-ga 4,8. Katseklaas suletakse korgiga ning asetatakse 5-10 minutiks vesitermostaati soojenema. Kolme 250 ml koonilisse kolmgi pipeteeritakse 10 ml komplekslahust. Kui substraat on termostaadis vastava aja soojenenud, võetakse see välja ning lisatakse 1 ml uuritavat invertaasi töölahust ja loksutatakse. Kohe pärast reaktsioonisegu loksutamist võetakse sellest pipetiga 1 ml lahust ja viiakse 1 kolbi, kus komplekslahus. See on 0-proov. Katseklaas asetatakse kiiresti termostaati tagasi ja fikseeritakse ensüümreaktsiooni alguse aeg. 10 min pärast reaktsiooni algust võetakse segust 1 ml ja viiakse teise komplekslahuse kolbi
Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine. · Võtsin 50 ml mahuga katseklaas, kuhu pipeteerisin 25 ml substraati, milleks oli 7%- line sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH väärtusega 4,8. · Katseklaasi varustasin korgiga ja asetasin umbes 5 10 minutiks vesitermostaati juurde soojenema. · Võtsin 3 koonilist kolbi mahuga 250 ml, kuhu pipeteerisin 10 ml komplekslahust. Komplekslahus oli erksinine. · 5 10 minuti pärast, kui substraat oli termostaadis saavutanus temperatuuri , lisasin sellele 0,5 ml uuritavat invertaasi töölahust. · Lahuse loksutasin läbi. · Kohe peale reaktsioonisegu läbiloksutamist võtsin sellest kuiva pipetiga 1 ml lahust ja viisin ühte kolbidest, kus oli komplekslahus. See oli niinimetatud 0-proov, kuna selles määratav taandavate suhkrute sisaldus iseloomustab olukorda hüdrolüüsi alghetkel. · Katseklaasi asetasin kiiresti tagasi termostaati ja samal ajal fikseerisin
jälgida ilma, et peaks võtma proove. Süsteemi elektrijuhtivus kasvab oluliselt etaanhappe moodustumise tõttu. Katse käik Reguleerisin termostaadi 30C juurde. Kui termostaat oli saavutanud sellise temperatuuri, panin sinna kolvi destilleeritud veega ning sättisin arvutis valmis programmi ,,PicoLog". Mõõtsin 50 mL-sse mõõtekolbi 6 ml äädikhappe anhüdriidi ja täitsin seejärel kolvi õige mahuni termostaadis olnud destilleeritud veega, kusjuures etaanhappe lahustumise algmomendil käivitasin stopperi. Stopperi jätsin käima kuni katse lõpuni. Stopperilt sain fikseerida ka lahustumise alg- ja lõppmomendi. Juhtivusnõu loputasin uuritava lahusega ja seejärel täitsin sellesama lahusega. Asetasin juhtivusnõu termostaati ja loksutasin, et saavutada püsivat temperatuuri. Lülitasin sisse juhtivusmõõtja, alustasin mõõtmist programmiga ning fikseerisin sellele vastava aja ka stopperi
sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH väärtusega 4.8.Panin katseklaasile kile peale ja asetasin umbes 5-10 minutiks vesitermostaati 30+-1 kraadi juurde soojenema. · Võtsin 3 koonilist kolbi (250ml) ja pipeteerisin neisse 10 ml komplekslahust. Viisin kolbidesse reaktsioonisegust kindlatel aegadel võetud proovid, et neis määrata taandavate suhkrute sisaldus. · Kui substraat oli termostaadis saavutanud vajaliku temperatuuri, lisasin sellele 0.5 ml uuritavat invertaasi töölahust, loksutasin lahuse läbi ja asetasin katseklaasi kiiresti termostaati tagasi. Samal ajal fikseerisin ensüümireaktsiooni alguse. · Kohe peale reaktsioonisegu loksutamist võtsin sellest kuiva pipetiga 1 ml lahust ja viisin ühte kolbidest, kus oli komplekslahus. See oli nn 0-proov, kuna selles määratav
Seejärel täidetakse viskosimeetri toru kuni 25 mm toru otsast allapoole uuritava vedelikuga ja pannakse kohale tabeli alusel valitud kuul. Jälgitakse, et kuuli alla ei jääks ōhumulle, ja suletakse toru. Viskosimeetri mantel ühendatakse termostaadiga, mis on reguleeritud nōutavale temperatuurile. Lubatav temperatuuri kōikumine katse vältel on 0,10. Katset võib alustada10 ..15 min järel, mis on vajalik temperatuuri ühtlustumiseks uuritavas vedelikus ja termostaadis. Pööratakse viskosimeetrit ja mōōdetakse stopperi abil aeg, mille jooksul kuul läbib vahemaa kahe äärmise kriipsu vahel. Seejärel pööratakse viskosimeetrit uuesti ja katset korratakse. Tehakse 3 vōi 5 mōōtmist, millest vōetakse keskmine.Edasi tōstetakse termostaadi temperatuur ōppejōu poolt etteantud järgmisele väärtusele, hoitakse seda 10 -15 minuti vältel ja mōōdetakse uuesti kuuli langemise aeg
sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH väärtusega 4,8). Sulgesin katseklaasi korgiga ja asetasin umbes 5 10 minutiks vesitermostaati 30 ± 1ºC juurde soojenema. Võtsin kolm koonilist kolbi mahuga 250 ml, kuhu pipeteerisin 10 ml komplekslahust. (Kolbidesse viiakse reaktsioonisegust(=hüdrolüüsisegust) kindlatel aegadel võetud proovid, neis määratakse taandavate suhkrute sisaldus). Kui substraat oli termostaadis saavutanud temperatuuri 30 ºC ( u 5-10 min pärast ), lisasin sellele 2 ml uuritavat invertaasi töölahust, lahuse pidi läbi loksutama ja kiiresti asetama termostaati tagasi. Samal ajal fikseerisin ensüümireaktsiooni alguse aja kella järgi. Kohe peale reaktsioonisegu läbiloksutamist võtsin sellest kuiva pipetiga 1 ml lahuse ja viisin ühte kolbidest, kus oli komplekslahus. See oli 0 proov, kuna selles määratav
4. Võtan 50 ml mahuga katseklaasi 5. Pipeteerin sinna 25 ml substraati (7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvriga, mille pH=4,8) 6. Varustan katseklaasi korgiga ja asetan 5-10 minutiks vesitermostaati 30±1 °C juurde soojenema 1. Võtan kolm 250 ml mahuga koonilist kolbi. 2. Pipeteerin neisse 10 ml komplekslahust. 3. Kui substraat on termostaadis saavutanud temberatuuri 30 °C (umbes 5-10 minuti pärast), lisan sellele 0,5 ml invertiini töölahust. Loksutan lahuse kiirelt läbi, võtan automaatpipettiga 1 ml lahust ja viin kolbi A. Käivitan stopperi. Asetan katseklaasi kiiresti tagasi termostaati. 4. Viin kolbidesse reaktsioonisegust (=hüdrolüüsisegust) kindlatel aegadel võetud proovid, et määrata neis taandavate suhkrute sisaldus.
7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH-väärtusega 4,8. Katseklaasi varustasin korgiga ja asetasin 5-10 minutiks vesitermostaati 30+-1oC juurde soojenema. Seejärel võtsin kolm koonilist kolbi mahuga 250 ml, kuhu pipeteerisin 10 ml komplekslahust. Kolbidesse viisin reaktsioonisegust (=hüdrolüüsisegust) kindlatel aegadel võetud proovid, et neis määrata taandavate suhkrute sisaldust. Kui substraat oli termostaadis saavutanud temperatuuri 30oC, lisasin sellele 1 ml uuritavat invertaasi töölahust, lahuse loksutasin läbi ja katseklaasi asetasin kiiresti termostaati tagasi. Samal ajal käivitasin stopperi, et mõõta ensüümreaktsiooniks kulunud aega. Kohe pärast reaktsioonisegu läbiloksutamist võtsin sellest kuiva pipetiga 1 ml lahust ja viisin ühte kolbidest, kus oli komplekslahus. See oli nn 0-proov, kuna selles
vajalike ainete tootmiseks ning organismide sigimise ja pärilikkuse muutmiseks · Antibiootikumide tootmine: takistavad valgusünteesi, rakukesta sünteesi, DNA replikatsiooni, raku membraani lagundamine. Enimakasutatav aktinomütseedid(tetratsükliin) · DNA replikatsioon- DNA kahekordistumine · Kirby-Baueri meetod: ühe bakteriliigi külv Petri tassile, erinevate toimemehhanismidega antibiootikumide lisamine sektoriks jagatud lõikudele, bakterikultuuri kasvatamine termostaadis, erinevate antibiootikumide mõju hindamine antibiootikumide ümber tekkinud puhta ala suurusel alusel · Bakterite abil toodetakse vitamiine; aminohappeid(lõhna- ja maitsetugevdajaid- naatriumglutanaat), toidupaksendajatena(majonees) · Bakterite poolt toodetud ensüümid pesupulbrites lagundavad valke, tärklist ja rasvu · Bakterite ensüüme kasutatakse geenide transpordil(molekulaarbioloogias) · Viirusresistentsete taimede saamine
Trossülekanne halvendab märgatavalt mõõturi tundlikkust, seda eriti rõhu all oleva nivoo mõõtmisel tihendpuksi väljaviigu puhul. Metallist õõnesujukite puudus on ujuvuse kaotus nt. korrosiooni tagajärjel. 22. Kromatograaf on kompleksne seade, mida kasutatakse ainete segu kromatograafiliseks lahutamiseks koos tulemuste registreerimisega. Kromatograaf koosneb reeglina järgmistest osadest: proovi kolonni sisestamise osa (gaasikromatograafi korral koos aurustiga), termostaadis asuv kromatograafiline kolonn, kolonni väljundis asuv detektor ja sellega ühendatud registreerimisseade (isekirjutaja). Kolonni, õigemini termostaadi, temperatuuri saab reguleerida vajalikule tasemele või valida temperatuuri muutumise programmi. Gaasikromatograafiga on ühendatud veel kandegaasi balloon koos gaasi voolu regulaatoriga. Vedelikukromatograafi juurde kuulub kõrgsurve pump solvendi kolonnist läbivoolutamiseks.
mõõtmistulemus Ctyr mg/ml I: x x II: 0,219 0,035 III: 0,312 0,049 IV: 0,419 0,066 Mõõtmisel saadud türosiini kontsentratsioonid on väga sarnase vahekaugusega. 0,066-0,049=0,017 0,049-0,035=0,014 Järelikult suureneb iga viie minuti järel türosiini kontsentratsioon sarnaselt eelmistele vahemikele. Võimalik pisikene erinevus võib tuleneda sellest, et neljanda proovi võtmisele eelnenud lahus võis olla termostaadis natuke kauem, kui kolmanda või teise puhul. Hoida tuleb krobelisestest/ähmastest pooltest, kuna muidu võivad läbipaistvad pooled määrduda ja mõõtmistulemust mõjutada. Katseandmete ja kaliibrimisgraafikult leitud türosiini kontsentratsiooni alusel koostatakse graafik, mis väljendab türosiini kontsentratsiooni ja reaktsiooni kestvuse vahelist sõltuvust CTyr=f(t). Kuna proovid on reaktsioonisegust võetud kaseiini hüdrolüüsi protsessi algfaasis, mil
mõõtmistulemus Ctyr mg/ml I: x x II: 0,219 0,035 III: 0,312 0,049 IV: 0,419 0,066 Mõõtmisel saadud türosiini kontsentratsioonid on väga sarnase vahekaugusega. 0,066-0,049=0,017 0,049-0,035=0,014 Järelikult suureneb iga viie minuti järel türosiini kontsentratsioon sarnaselt eelmistele vahemikele. Võimalik pisikene erinevus võib tuleneda sellest, et neljanda proovi võtmisele eelnenud lahus võis olla termostaadis natuke kauem, kui kolmanda või teise puhul. Hoida tuleb krobelisestest/ähmastest pooltest, kuna muidu võivad läbipaistvad pooled määrduda ja mõõtmistulemust mõjutada. Katseandmete ja kaliibrimisgraafikult leitud türosiini kontsentratsiooni alusel koostatakse graafik, mis väljendab türosiini kontsentratsiooni ja reaktsiooni kestvuse vahelist sõltuvust CTyr=f(t). Kuna proovid on reaktsioonisegust võetud kaseiini hüdrolüüsi protsessi algfaasis, mil
Teine võimalus leekfotomeetriga Kaltsiumi määramine- sadestatakse kaltsiumoksanaadiga . uuritakse aatomabsorbsioon-spektomeetriliselt , uuritav lahus juhitakse leeki , sinna ka valguskiir. Magneesiumi määramine- aatomabsorbdsioonspektomeetriliselt Väävli määramine- lisatakse BaCl2 lahust. Tekib valge sade, see filtreeritakse,kuivatatakse,kaalutakse. Org väetiste tähtsaimad kvaliteedinäitajad: Kuivaine- see aine osa mis jääb järele pärast kuumutamist termostaadis 100- 105 kraadi juures kuni konstantse kaaluni. Toortuhk- see osa ainest mis jääb järele pärast põletamist muhvelahjus 500- 600kraadi juures .see näitab orgaanilise aine sisaldust Toiteelementide sisaldus --- Märgtuhastamine- kaalutakse org väetis, viiakse see kjeldahli tuhastuskolbi, lisati 3ml konsentr. H2SO4 ning 1tera seleeni. Siis kuumutati kolbi kuni lahus muutus selgeks. Siis jahutati ja sisu pesti kvantitatiivselt 100ml mõõtlekolbi. Kolb täideti destil
TKÄ on happeline ja seega inaktiveerib ensüümi töö. Ta sadestab tervikvalgud ja kõrgmolekulaarsed peptiidid ehk peptiid, mida proteaas ei ole veel suutnud katalüüsida madalmolekulaarseteks peptiidideks või aminohapeteks. 6. Skitseerige graafilised sõltuvused a) ensüümi aktiivsus-temperatuur; b) ensüümi aktiivsus-keskkonna pH. 7. Millisel temperatuuril toimus proteaasi aktiivsuse määramine? Kuidas mõjutanuks tulemust temperatuuri tõus termostaadis 25 Co võrra? Määramine toimus temperatuuril 30 kraadi. Temperatuuri tõus mõjutanuks Savinase katalüüsi kiirust, sest Savinase optimaalne temperatuur on 55 kraadi. 8. Millise reaktsiooniprodukti kontsentratsiooni suurenemise järgi arvutasite proteaasi aktiivsuse? Kirjutage selle aine struktuurivalem. Türosiini kontsentratsioon. 9. Mida spektroskoopias mõistetakse neelduvuse (lahuse optilise tiheduse) all ja millised tegurid seda mõjutavad (Beer-Lambert'i seadus)?
Üldiselt anaeroobi puhul. 4. Millal kasutatakse joonkülvi kaldagarile või söötmeplaadile? Kui tahetakse puhaskultuuri eraldada või väikest biomassi üleskasvatada või mikroobide arvukust määrata. 5. Miks süviskülvi puhul jahutatakse agar enne Petri tassi valamist 50 kraadini? Saaks inokulumi ringikujuliselt segada, et mikroobid jaotuksid terves söötmes ühtlaselt. Kasv toimuks nii söötme sisse kui ka pinnale. Mikroobid häviks? 6. Miks inkubeeritakse söötmeplaate termostaadis ümberpööratult (põhi ülespoole)? Vältida kondentsvee teket. 7. Millistel juhtudel on joonkülviks parem kasutada külvinõela? Vähese mikroobikoguse väljakülvi tegemiseks. Pistekülviks. 8. Miks kuumutatakse katseklaaside, kolbide suudmeid enne ning pärast külvamist? Steriilimiseks. Väljakülvi ei satuks teisi mikroobe. 9. Millist külvitehnikat ja söödet kasutaksid suure koguse mikroobimassi kasvatamiseks? Rikastussöödet ja pindkülvi. 10
loomorganismist põhiosa 98,5 %. Keemilise koostise andmed näitavad, kui palju toitaineid sööt sisaldab. Nende andmete põhjal on võimalik teataval määral otsustada sööda toiteväärtuse üle. Sama skeemi ja metoodika järgi määratakse ka looma keha keemiline koostis. Kõik söödad ja looma keha koosnevad veest ja kuivainest. Kuivaine jääb järele pärast vee täielikku eemaldamist söödast (või looma kehast). Kuivainesisaldus määratakse peenestatud aineproovi kuivatamisel termostaadis konstantse kaaluni (105° C juures 6 t või 135° C juures 45 minutit). Kuumutamisel aurustub kogu proovis leiduv vesi ning jääb järele kuivaine. Veesisaldus leitakse matemaatiliselt: 100 kuivaine = vesi. Kuivaine jaguneb kaheks osaks: * orgaaniline osa, * anorgaaniline osa ehk toortuhk. Keemilisel analüüsil nimetatakse orgaaniliseks aineks seda osa kuivainest, mis proovi tuhastamisel ära põleb. See osa, mis tuhastamisel järele jääb, on tuhk. Et tuhastamisel jäävad
annaabi.ee 
