Katseklaaside sisu loksutati segamini ja lasti seista 20 minutit. Lahused värvusid õrnalt kollaseks. Pärast seismist mõõdetakse spektrofotomeetril lainepikkusel 410 nm lahuste optilise tiheduse väärtused, kasutades võrdluslahusena destileeritud vett. Katse tulemused · Nr1 destileeritud vesi 0,052 ABS · Nr2 viinamarjamahl 0,152 ABS 0,052 ABS = 0,1 ABS · Nr3 viinamarjamahl 0,153 ABS 0,052 ABS = 0,101 ABS · Nr4 esimene lahjendus 0,169 ABS 0,052 ABS = 0,117 ABS · Nr5 teine lahjendus 0,110 ABS 0,052 ABS = 0,058 ABS · Nr6 kolmas lahjendus 0,083 ABS 0,052 ABS = 0,031 ABS Nr4 konsentratsioon on 2,5/10 = 0,25 mg/ml Nr5 konsentartsioon on 1,25/10 = 0,125 mg/ml Nr6 konsentratsioon on 0,625/10 = 0,0625 mg/ml Paralleelproovide keskmine optiline tihedus on (0,1+0,101) / 2 = 0,1005 ABS. Kaliibrimisgraafiku järgi on viinamarjamahla lahuse kontsentratsioon 0,215 mg/ml.
optiline tihedus s 1 1 ml dest vesi + 3ml tööreaktiiv kontrollproov 0,0690 D 2 1ml uuritav lahus + 3ml tööreaktiiv paraleelkatse 0,1222 D 3 1 ml uuritav lahus+ 3ml tööreaktiiv paraleelkatse 0,1156 D 4 1 ml 0,25 mg/ml glükoosilahus+ 3ml standardlahuse 0,2828 D tööreaktiiv lahjendus 3.3. Glükoosisisalduse ensümaatiline määramine Kaisa Rahuoja 093421 KATB41 5 1 ml 0,125 mg/ml glükoosilahus+ standardlahuse 0,1870 D 3ml tööreaktiiv lahjendus 6 1ml 0,062 mg /ml glükoosilahus+ standardlahuse 0,1176 D 3ml tööreaktiiv lahjendus Kõiki proove loksutatakse kohe peale tööreaktiivi lisamist ning fikseeritakse reaktsiooni alguse aeg
joogikõlblikkust. TÖÖKÄIK: Petri tasside ettevalmistamine (nimed ja informatsioon peale). Kolmes katseklaasis on 9 ml NaCl 0,9% lahus. Steriilse pipetiga võetakse koonilisest kolvist 1 ml jõevett ning viiakse esimesse katseklaasi. Lahust segatakse hoolikalt 30 sekundit Vortex mikseril. Saadakse lahjendus 10¹, mis viiakse nii Petri tassi kui ka järgmisesse katseklaasi, kus saadakse lahjendus 10². Saadud lahus segatakse ning viiakse uue steriilse pipetiga kahte tassi kui ka katseklaasi. 10³ lahus segatakse ning külvatakse tassi. Järgmisena tuleks lisada tõmbekapi all lahust. Coli-laadseid baktereid määratakse jõevee lahjendusest 10¹ ja 10². Mikroobide üldarv aga lahjendustest 10² ja 10³. 1 ml kraanivett lisatakse kahte Petri tassi ning saadakse lahjendus 10¹ ehk 10
ml. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimisgraafiku koostamiseks Kindla glükoosi kontsentratsiooniga lahuste valmistamisel lähtutakse glükoosi standardlahusest, milles glükoosi kontsentratsioon on täpselt 1,0 mg/ml. Sellest valmistatakse lahjemad glükoosilahused ehk lahjendused. Lahjendusi tuleb teha standardlahusest kolm lahjendust, milles glükoosi kontsentratsioon on siis 0,25 mg/ml (4 kordne lahjendust), 0,125 mg/ml (8 kordne lahjendust) ja 0,062 mg/ml (16 kordne lahjendus). 4 Lahjendamise põhimõte: lahjendamiseks võetud lahuse(standardlahuse) mahus ja lahjendatud lahuse lõppmahus sisaldub üks ja sama aine hulk, see tähendab, et kehtib võrrand: Cst * Vst = Clahj * Vlahj Võrrandis Cst ja Clahj tähistavad aine kontsentratsiooni vastavalt standard- ja lahjendatud
3. Teise võtsin 5 ml lahust esimesest katseklaasist ja lisasin 5 ml destilleeritud vett 4. Kolmandasse võtsin 5 ml teisest katseklaasist ja lisasin 5 ml dest. vett. Katse tulemused optiline korrigeeritud glükoos tihedus D mg/mL kontrollproo 0,0658 0 0 v oma proov 1 0,1062 0,04 otsitav oma proov 2 0,1068 0,04 otsitav lahjendus 1 0,2451 0,48 0,25 lahjendus 2 0,1577 0,091 0,125 lahjendus 3 0,1133 0,18 0,062 Minu uuritava proovi korrigeeritud optiline tihedus oli 0,04. Nagu näha, siis joon ei alga koordinaatide alguspunktist, kuid sellegi poolest asetsevad kõik punktid ühel joonel. Oma proov1 =0,1062 Oma proov2 =0,0168 ykeskm= 0,1065 Võrrandi y= 0,714x+0,0675 põhjal arvutatud kontsentratsioon tuleb:
Nr5 konsentartsioon on 1,25/10 = 0,125 mg/ml Nr6 konsentratsioon on 0,625/10 = 0,0625 mg/ml Optiline tihedus ABS Korrigeeritud tihedus Glükoos mg/ml ABS kontrollproov 0,047 0 0 Oma proov 1 0,181 0,134 ? Oma proov 2 0,183 0,136 ? Lahjendus 1 0,156 0,109 0,25 Lahjendus 2 0,098 0,051 0,125 Lahjendus 3 0,071 0,024 0,062 Paralleelproovide keskmine optiline tihedus on (0,134+0,136)/2 = 0,135 ABS. Kaliibrimisgraafiku järgi on melonimahla lahuse kontsentratsioon 0,36 mg/ml Kalibreerimisgraafikult lugesin andmed järgnevalt: kuna tegemist on lineaarse sirgega, võin jagada
Proov Optiline tihedus Optiline tihedus kontrollproovita Destilleeritud vesi 0,0832 - (kontrollproov) Mee tõmmis 1 0,1714 0,0882 Mee tõmmis 2 0,1710 0,0878 Glükoosilahuse lahjendus I 0,2298 0,1466 Glükoosilahuse lahjendus II 0,1530 0,0698 Glükoosilahuse lahjendus 0,1233 0,0401 III Kaliibrimisgraafik: 0.15 0.07 0.04 0 0,0882+ 0,0878
4. Kontrollisin lahuse pH väärtust universaalindikaatorpaberiga, ei olnud vaja lahust neutraliseerida. 5. Täitsin kolvi märgini külma dest. veega, sulgesin korgiga ja loksutasin. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimisgraafiku koostamiseks: 1. Valmistasin 1,0 mg/ml kontsentrasiooniga glükoosi lahusest 3 lahjendust: 0,25, 0,125 ja 0,062 mg/ml. 2. Alglahuses ja lahjenduses sisaldub üks ja sama ainehulk: Cst * Vst = Clahj * Vlahj. 3. 0,25 mg/ml lahjendus: pipeteerisin puhtasse katseklaasi 5 ml glükoosi standardlahust ja lisasin dest. vett 15 ml, panin katseklaasi korgi peale ja loksutasin. Sain 20 ml 1. lahjendust. 4. 0,125 mg/ml lahjendus: pipeteerisin katseklaasi 5 ml 0,25 mg/ml lahjendust ja lisasin sellele 5 ml destilleeritud vett, loksutasin. Sain 10 ml 2. lahendust. 5. 0,062 mg/ml lahjendus: pipeteerisin katseklaasi 5 ml 0,125 mg/ml lahendust ja lisasin 5 ml destilleeritud vett. Sain 10 ml 3. lahjendust.
699 0.12 0.322 0.184 0.20 0.147 0.852 0.16 0.415 0.224 0.24 0.124 0.948 0.20 0.551 0.309 0.28 0.102 1.061 0.24 0.612 0.319 Segu 525 nm 350 nm Absorptsioon 1.033 1.467 Absorptsioon 0.565 0.77 (lahjendus 1:1) Joonis 9. Segu spekter 3.2.2 K2Cr2O7 ja KMnO4 kontsentratsiooni leidmine kontroll-lahuses kasutades kalibratsioonigraafikuid 3.2.2.1 K2Cr2O7 lahused A (lahjendus 1:1) = 0.77 = y y = 2.7975x + 0.2777 x = (0.77 – 0.2777) / 2.7975 ≈ 0.176 mmol/L 0.176 ∙ 2 ≈ 0.35 mmol/L (K2Cr2O7 kontsentratsioon segus) 1.2 1 f(x) = 2.8 x + 0.28 R² = 0.99 Absorptsioon (A)
lahus, indikaator fenoolftaleiin (ff). Töö käik: Arvutakse, kui palju on vaja võtta kontsentreeritud soolhapet ja vett, et valmistada 100ml 2,5% HCl lahust. Mõõtesilindriga mõõdetakse 250ml koonilisse kolbi arvutatud kogus vett ja lisatakse tõmbe all väiksese mõõtesilindriga vajalik kogus kontsentreeritud soolhapet. Kolb suletakse korgiga ja lahus segatakse tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Saadud soolhappelahusest teha viiekordne lahjendus, milleks pipeteeritakse destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, vett lisatakse kriipsuni, suletakse korgiga ning loksutatakse intensiivselt. Pipetid ja bürett loputatakse eelnevalt töölahusega pipett HCl lahusega ja bürett NaOH lahusega, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad pipeti ja büreti seintel ei muudaks mõõdetava lahuse kontsentratsiooni. Soolhappelahuse kontsentratsiooni määratakse tiitrimisega
Etaanooli oksüdeerimine kaalimkromaadiga väävelhappe juuresolekul. 6KJ + K2Cr2O7 + 7H2SO4 = 3J2 + Cr2(SO4)3 + 4K2SO4 + 7H2O Kaaliumjodiidi lisamisel määratakse(jodomeetriliselt) kaaliumkromaadi ülehulk J2 + 2Na2S2O3 = 2NaJ + Na2S4O6 Eraldunud joodi tiitrimine 0,1n naatriumtiosulfaadiga Töö käik Mulle oli antud tundmatu mahuga vedelik, mille sees oli tundmatu massihulk etanooli. Kõigepealt lahjendasin antud lahust kuni 250ml kriipsuni. See oli esimene lahjendus. Seejärel valmistasin ette kolm 150 ml kolbi, milles oli 10 ml K2Cr2O7 ning 5ml kontsentreeritud väävelhapet. Väävelhappe lisamisel lahus kuumenes. Jahutasin seda mõnda aega ning lisasin etanooli lahuse. Saadud lahus värvus roheliseks, mistõttu lahjendasin etanoolilahust veelgi, lisades esialgsest lahjendusest 10 ml ning lisades destilleeritud vett 250ml kriipsuni. Teise lahjenduse lisamisel kaaliumdikromaadile ning kontsentreeritud väävelhappele, lahus roheliseks
Kirjutada tiitrimisreaktsiooni võrrand. HCl + NaOH = NaCl + H2O Esitada saadud tulemus õppejõule. Arvutada suhteline viga Es (%). Es C M ,K C M ,Õ 100% C M ,Õ Es 0,0513 0,0512 100% 0,20% 0,0512 4. pH mõõtmine ja arvutused. 4.1. Mõõta õppejõult saadud HCl kontroll-lahuse (p.3) pH pH = 1,41 4.2. Teha HCl kontroll-lahusest 10x lahjendus. Selleks pipeteerida 10 mL seda lahust 100 mL mõõtkolbi, täita kolb kriipsuni destilleeritud veega, sulgeda korgiga ja loksutada intensiivselt. Mõõta saadud lahuse pH. pH = 2,36 4.3. Teha punktis 4.2 saadud lahusest 10X lahjendus (st. alglahuse 100X lahjendus). Mõõta saadud lahuse pH. pH = 3,28 Töötamine pH-meetriga ∗ Töökorda seatud elektroodi hoitakse destilleeritud vees või spetsiaalses lahuses.
mg/ml ja 0,062 mg/ml. Lahjendamiseks oli kasutusel destilleeritud vesi. Lahjendamisel jälgisin skeemi: Joonis 2: kaliibrimislahuste valmistamise skeem Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsioon tööreaktiiviga viiakse läbi toatemperatuuril. On vaja kuute puhast ja kuiva katseklaasi. Katseklaasid nummerdatakse 1-6. 1) Kontrollkatse ehk 0-proov – 1 ml destilleeritud vett 2) Uuritav lahus – 1 ml 250x melonimahla lahjendust 3) Sama, mis katseklaasis nr. 2 4) Glükoosi lahjendus 1 – 1 ml 0,25 mg/ml glükoosilahust 5) Glükoosi lahjendus 2 – 1 ml 0,125 ml/mg glükoosilahust 6) Glükoosi lahjendus 3 – 1 ml 0,062 mg/ml glükoosilahust Igasse katseklaasi lisatakse seejärel 3 ml tööreaktiivi ja loksutatakse koheselt. Fikseeritakse reaktsiooni algusaeg. Katseklaase hoitakse toatemperatuuri 20 minutit. Pärast ootamist mõõdetakse lainepikkusel 410 nm lahuste optilise tiheduse väärtused. Katse andmed λ = 410 nm 1) A = 0,055
väärtused (D) Katseklaas 1 0,065 0 (nullproov) dest. vesi+tööreaktiiv Katseklaas 2a 0,077 0,077-0,065=0,012 Otsitav (paralleelproov) sidrunivesi+tööreakti iv Katseklaas 2b 0,078 0,078-0,065=0,013 Otsitav (paralleelproov) sidrunivesi+tööreakti iv Gl Katseklaas 3 0,218 0,218-0,065=0,153 0,25 4x lahjendus+ tööreaktiiv Gl Katseklaas 4 0,141 0,141-0,065=0,076 0,125 2x lahjendus+ tööreaktiiv Gl Katseklaas 5 0,099 0,099-0,065=0,034 0,062 2x lahjendus+ tööreaktiiv Kuna ka kontrollproov võib anda madala optilise tiheduse näidu, siis korrigeerisin
lahus, indikaator fenoolftaleiin (ff). Töö käik: Arvutakse, kui palju on vaja võtta kontsentreeritud soolhapet ja vett, et valmistada 100ml 2,5% HCl lahust. Mõõtesilindriga mõõdetakse 250ml koonilisse kolbi arvutatud kogus vett ja lisatakse tõmbe all väiksese mõõtesilindriga vajalik kogus kontsentreeritud soolhapet. Kolb suletakse korgiga ja lahus segatakse tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Saadud soolhappelahusest teha viiekordne lahjendus, milleks pipeteeritakse destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, vett lisatakse kriipsuni, suletakse korgiga ning loksutatakse intensiivselt. Pipetid ja bürett loputatakse eelnevalt töölahusega – pipett HCl lahusega ja bürett NaOH lahusega, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad pipeti ja büreti seintel ei muudaks mõõdetava lahuse kontsentratsiooni. Soolhappelahuse kontsentratsiooni määratakse tiitrimisega
2Fe + H2O 2 + 2H 2Fe + 2H2O Töö käik Töö toimus ettevalmistatud tööreaktiiviga. 25 ml tööreaktiivi sisaldab: 2,5 mg glükoosi oksüdaasi 1,5 mg peroksüdaasi 16,6 ml 0,2M fosfaatpuhvrit, pH=6,0 K4[Fe(CN)6] 0,1% lahust koguses, mis on vajalik kolvi täitmiseks kuni lõppmahuni Uuritavaks prooviks oli viinamarja mahl. Marjadest pressiti välja väike kogus mahla ning tehti 250x lahjendus. Selleks võeti 0,4 ml mahla, viidi see 100 ml mõõtkolbi ning täideti kolb kriipsuni destilleeritud veega. Selleks, et glükoosi kontsentratsiooni tundmatus proovis kindlaks teha, tuleb esmalt koostada kaliibrimisgraafik, mis seob glükoosi kontsentratsiooni lahuse absorptsiooniga (A). Graafiku x-telg näitab glükoosi kontsentratsiooni (C, mg/ml) ja y-telg absorptsiooni (optilise tiheduse) väärtust lainepikkusel 410 nm. Valmistati kindlakontsentratsioonilised glükoosilahused
Tulemus: Mina sain oma katses hemoglobiini hulgaks 167 g/l. Järeldus: Hemoglobiini norm naistel 115-150 g/l, meestel 130-165 g/l. Minu katse tulemus ületab veidi meeste ülemise piiri. Võimalik, et tegin midagi ebatäpselt. ERÜTROTSÜÜTIDE HULGA MÄÄRAMINE KAMBERMEETODIL Määramise käik. Kuiva katseklaasi pipeteeritakse 4 ml 3%-list keedusoola lahust ning lisatakse kapillaarpipetiga 20 l verd, mis puhutakse ettevaatlikult keedusoola lahusesse. Saadakse vere lahjendus 1:200. Katseklaas suletakse korgiga ja loksutatakse. Lugemiskambrile asetatakse katteklaas, kusjuures viimast ei tohi kambrile tugevasti suruda. Katseklaasist võetakse ümmarguse otsaga klaaspulga abil lahjendatud verd ja täidetakse kamber nii, et kogu võrgustik oleks kaetud vedelikuga. Kamber jäetakse 1 minutiks seisma, mille jooksul erütrotsüüdid sadestuvad. Kamber asetatakse mikroskoobi esemelauale ja vaadeldakse väikese suurendusega (objektiiv 10x, okulaar
(lainepikkus λ=410 nm) tihedus 1. dest. vesi 0.0401 0 (kontrollproov) 2. sidrunimahl (proov 1) 0,1359 0,0958 3. sidrunimahl (proov 2) 0,1251 0,085 4. 4x lahjendus 0,1670 0,1269 (0,25 mg/ml) 5. 8x lahjendus 0,1038 0,0637 (0,125 mg/ml) 6. 16x lahjendus 0,0724 0,0323 (0,062 mg/ml) Kaliibrimisgraafik 0.14 0.12
Töötasin ettevalmistatud tööreaktiiviga. 25 ml tööreaktiivi koosnes: 2,5 mg glükoosi oksüdaasi 1,5 mg peroksüdaasi 16,6 ml 0,2 M fosfaatpuhvrit pH=6 K4[Fe(CN)6] 0,1% lahust koguses, mis on vajalik kolvi täitumist lõppmahuni Uuritava lahuse (tundmatu proovi) ettevalmistamine Uuritavaks lahuseks ehk tundmatuks prooviks, milles tuli määrata glükoosi kontsentratsioon, oli minu katse puhul apelsinimahl. Apelsinimahlast tuli valmistada 250-kordne lahjendus. Selleks pipeteerisin gradueeritud katseklaasi 1 mL apelsinimahla ja ülejäänud 24 mL täitsin destilleeritud veega. NB. Apelsinimahla puhul pole selline lahjendus reaalne, sEllest ka lõpptulemuse ebaõige suurusjärk. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimislahustesirge koostamiseks Glükoosi standardlahus sisaldab 1,0 mg/mL glükoosi. Standardlahusest valmistasin 3 lahjendust kontsentratsioonidega 0,25 mg/mL, 0,125 mg/mL ja 0,062 mg/mL.
1. Kalibreerimislahuse valmistamine (ISO GUM) Valmistatakse Ni kalibreerimislahus AAS analüüsi jaoks. Selleks pipeteeritakse 5 ml lahust 50ml-sse kolbi. Saadud lahus lahjendatakse ed (lõpplahus on 100-kordne lahjendus) Milline on saadud stanardlahuse kontsentratsioon ja selle standardmääramatus? Pipeteerimise ja kolvi täitmise määramatused koosnevad kahest komponenist: Korduvuse standardhälve ja märgiviga. Pipeti korduvus 0,006 ml; kolvi mahu korduvus 0,05 ml. Märgiviga, ml Märgiviga/3, ml Korduvus Pipett, ml 0.015 0.0087 0.006 Kolb, ml 0.06 0.0346 0.05 u(Calg), mg/L 2.309
H2O2 toimib vesiniku aktseptorina, redutsseruks H2O-ks. Kasutades kromogeenset substraati, saab reaktsiooni jälgida spektrofotomeetril. Töö käik: Määran glükoosisisaldust tundmatus proovis (greibimahl). Kasutan tööreaktiivi, mis sisaldab ensüüme GOD ja POD, kromogeenset substraati K3[Fe(CN)6] ja fosfaatpuhvrit pH väärtusega 6, sest reaktsioon toimub happelises keskkonnas. Töö reaktiiv on ettevalmistatud, materjalide kokkuhoiu mõttes. Uuritava proovi (greibimahla lahjendus) ettevalmistamine: Valmistasin greibimahlast 1:100 lahjenduse. Selleks pipeteerisin automaatpipetiga 0,5 ml pigistatud greibi mahla 50 ml kolbi, täitsin kolvi kriipsuni destilleeritud veega ning loksutasin segamini. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimisgraafiku koostamiseks: Valmistasin 1,0 mg/ml kontsentrasiooniga glükoosi lahusest 3 lahjendust: 0,25, 0,125 ja 0,062 mg/ml. 0,25 mg/ml lahjendus: pipeteerisin puhtasse katseklaasi 2,5 ml glükoosi standardlahust ja lisasin dest
Joon. 2. Fenooli kalibratsioonigraafik Joon. 3. Parakresooli kalibratsioonigraafik Joon. 4. 2,3-dimetüülfenool. kalibratsioonigraafik Kontsentratsioonide arvutus: Fenool - y = 0,1917x - 0,2254 y1= 0,1917x28 - 0,2254=5,14 (mg/l) y2= 0,1917x29 - 0,2254=5,33 (mg/l) yk=(5,14+5,33)/2=5,24 (mg/l) Standardhälve Suhteline standardhälve Proovi kontsentratsioon 52,4 mg/l (10 kordne lahjendus) Parakresool - y = 0,1217x - 0,3076 y1=0,1217x47 - 0,3076=5,41 (mg/l) y2= 0,1217x44 - 0,3076=5,04 (mg/l) yk=(5,41+5,04)/2=5,23 (mg/l) Standardhälve Suhteline standardhälve Proovi kontsentratsioon 52,3 mg/l (10 kordne lahjendus) Kokkuvõte Uuritavas proovis oli 52,4 mg/l fenooli ja 52,3 mg/l parakresooli. Katsete standardhälve oli vastavalt 0,095 ja 0,185. Kontsentratsiooni määrasime kõrgsurvevedelikkromatograafia abil, kasutades välisstandardmeetodit
L – lahjendustegur 10-3 – tegur üleminekuks grammidele d – mahla tihedus (g/cm3) Järeldus Kaliibrimisgraafik peaks olema antud töös lineaarne, mis minu katseandmete järgi selline ei tulnud. Uurisin paarilt kursusekaaslastelt nende katsetulemusi ja võrdlesin neid enda omaga ning leidsin, et glükoosilahuste lahjenduste optilised tihedused erinesid oluliselt minu omadest. Teen väikese tabeli, võrdlemaks enda optilisi tihedusi kursusekaaslaste omadega. Lahjendus Minu tulemus Ligikaudne tulemus kursusekaaslastel Glükoosilahus 0,25 ~0,06 ~0,06-0,07 mg/ml Glükoosilahus 0,125 ~0,01 ~0,04-0,05 mg/ml Glükoosilahus 0,062 0,0006 ~0,02 mg/ml Kuna tegu oli kahekordsete lahjendustega, siis oleks pidanud, sarnaselt
lahus, indikaator fenoolftaleiin (FF). Kasutatud uurimis- ja analüüsimeetodid ning metoodikad Arvutati, kui palju on vaja võtta kontsentreeritud soolhapet ja vett, et valmistada 100ml 2,2% HCl lahust. Mõõtesilindriga mõõdeti 250ml koonilisse kolbi arvutatud kogus vett ja lisati tõmbe all väiksese mõõtesilindriga vajalik kogus kontsentreeritud soolhapet. Kolb suleti korgiga ja lahus segati tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Saadud soolhappelahusest tehti viiekordne lahjendus, milleks pipeteeriti destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, vett lisati kriipsuni, suleti korgiga ning loksutati intensiivselt. Pipetid ja bürett loputati eelnevalt töölahusega pipett HCl lahusega ja bürett NaOH lahusega, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad pipeti ja büreti seintel ei muudaks mõõdetava lahuse kontsentratsiooni. Soolhappelahuse kontsentratsiooni määrati tiitrimisega.
Kasutatud mõõtmeseadmed, töövahendid ja kemikaalid: 250 ml koonilised kolvid, mõõtesilindrid (10 ml, 100 ml), 100 ml mõõtekolb, bürett, 10 ml ja 20 ml pipetid, klaaspulk. Kasutatud ained: kontsentreeritud HCl lahus, täpse kontsentratsiooniga NaOH lahus, indikaator fenoolftaleiin. Tööprotsessi kirjeldus Mõõta mõõtesilindriga 96,4 ml vett koonilisse kolbi ning lisada tõmbeall 3,56 ml HCl-i. Kolvile kork peale ning hoolikalt segada. Viiekordne lahjendus: pipeteerida järgmisena mõõtekolbi 20 ml lahust, lisada vett kuni kriipsuni, kork peale ning loksutada hoolikalt. Pipeteerida koonilisse kolbi 10 ml 5x lahjendusega HCl lahust ja lisada umbes 4 tilka fenoolftaleiinlahust. NaOH-ga tiitrida lahust tilga täpsusega, kuni lahuse roosakas värvus jääb püsima. Tiitrimist teha vähemalt kolm korda, kus NaOH mahu näidud on üksteisele lähedased. Lähteandmed: Valmistatava lahuse massiprotsent 1,5 %
valmis ja lisasime sinna 8 tilka fenoolftaleiini (happesusindikaator, mis aluselises lahuses on roosakaspunase värvusega, happelises või neutraalses lahuses värvusetu) Kordasime katset 3 korda. 1. katse tulemus: lahuse roosakaspunaseks muutumiseks kulus 1,7 ml NaOH. Kuna meil oli vaja, et titranti kuluks vahemikus 10 -20 ml siis pidime lahust lahjendama. Järgmiste katsete jaoks tegime 0,1M NaOH lahusest 10 kordse lahjenduse. V1= 500 ml V2= 50 ml v 1 500 ml lahjendus = ¿ = =100 v 2 50 ml 1M C= =0,01 M 100 1. Katse tulemus: lahuse roosakaspunaseks muutumiseks kulus 15,8 ml NaOH. 2. Katse tulemus: lahuse roosakaspunaseks muutumiseks kulus 16,5 ml NaOH. 3. Katse tulemus: lahuse roosakaspunaseks muutmiseks kulus 16,0 ml NaOH. Keskmiseks tulemuseks lahuse roosakaspunaseks muutumiseks kulus meil 16,1 ml NaOH. C3H6O3 + NaOH = NaC3H5O3 + H2O V C3H6O3= 30 ml = 0,03 dm3 VNaOH = 16,1 ml = 0,0161 dm3
teise katseklaasi, korrates eelmist protseduuri. Nii tegin kõik edaspidised sülje lahjendused kuni kümnenda katseklaasini. Seejärel lisasin igasse katseklaasi 2 ml 0,1%-list tärkliselahust, segasin hoolikalt ning asetasin vesivanni 38°C juurde, fikseerides aja. 30 minuti möödudes jahutasin katseklaasid kraanivee all toatemperatuurini, igasse klaasi lisasin 1 tilk joodilahust ja määrasin tekkinud värvuse. Katse andmed ja arvutused Katseklaasi number Sülje lahjendus Värvus 1 1:20 kollane 2 1:40 helekollane 3 1:80 helekollane (sama mis nr 2) 4 1:160 helekollane (sama mis nr2) 5 1:320 veidi tumedam kollane
POx katalüüsib spetsiifiliste substraatide oksüdeerumist kasutades elektronide akseptorina teist substraati, H 2O2, mille oksüdeerumisel moodustub H2O. POx-i toimel oksüdeeruva kromogeense substraadina kasutatakse mitmeid bensidiini derivaate, nagu diaminobensidiin derivaate, mis on detekteeritavad vastavatel lainepikkustel. Töö käik · Õppejõult saadi prooviks sidrunimahl · Sidrunimahlast tehti 20x lahjendus ja filtriti · Valmistati 1mg/ml glükoosilahsest kaliibrimislahus glükoosi sisaldusega 0,25mg/ml ning sellest kaks lahjendust konsentratsioonidega 0,125mg/ml ja 0,062mg/ml · Seati valmis ja nummerdati 6 puhast katseklaasi · Katseklaasi o Nr 1 pipeteeriti 1ml destileeritud vett o Nr 2 ja 3 pipeteeriti 1ml uuritavat lahust o Nr 4,5 ja 6 pipeteeri igasse 1ml erineva konsentratsiooniga glükoosilahust.
Vaja on võtta konts. hapet 3,8 ml Vaja on võtta vett 96,2 ml (Arvutused on kajastatud katseandmete töötluses) Mõõta mõõtesilindriga 250 ml koonilisse kolbi arvutatud kogus vett ja lisada tõmbe all väikese mõõtesilindriga vajalik kogus kontsentreeritud soolhapet. Kolb sulgeda korgiga (happe aurud) ja lahus segada tõmbe all ringikujuliste liigutustega. (Happe mõõtmisel kasutada katiseprille) Teha saadud soolhappelahusest viiekordne (5x) lahjendus. Selleks pipeteerida destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, lisada vett kriipsuni, sulgeda korgiga ning loksutada intensiivselt. Pipetid ja bürett peavad olema eelnevalt loputatud töölahusega lahusega, mida hakatakse pipeteerima või büretist lisama. Seega 20 ml pipett tõmbe all valmistatud HCl lahusega, bürett NaOH lahusega. See on vajalik selleks, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad pipeti ja büreti seintel ei muudaks
indikaator fenoolftaleiin (ff). Kasutatud uurimis- ja analüüsimeetodid ning metoodikad Meetod: Valmistatud lahuse kontsentratsiooni leidmine tiitrimise teel. Metoodika: Mõõta mõõtesilindriga 250 ml koonilisse kolbi arvutatud kogus vett ja lisada tõmbe all väikese mõõtesilindriga vajalik kogus kontsentreeritud soolhapet. Kolb sulgeda korgiga ja lahus segada tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Teha saadud soolhappelahusest viiekordne lahjendus. Selleks pipeteerida destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, lisada vett kriipsuni, sulgeda korgiga ning loksutada intensiivselt. Pipeteerida destilleeritud veega loputatud koonilisse kolbi 10 ml 5x lahjendusega HCl lahust ja lisada 2-3 tilka fenoolftaleiinilahust. Bürett täita nullini NaOH lahusega ja tiitrida ühe tilga täpsusega, kuni roosa värvus jääb viimase tilga lisamisel püsima. Tiitrimist korrata 2-4 korda,
bürett, pipetid (10 ml, 20 ml), klaaspulk. Töö käik: Happelahuse valmistamine kontsentreeritud soolhappest. Mõõta mõõtesilindriga 250 ml koonilisse kolbi arvutatud kogus vett ja lisada tõmbe all väikese mõõtesilindriga vajalik kogus kontsentreeritud soolhapet. Kolb sulgeda korgiga ja lahus segada tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Tõmbe all soolhapet mõõtes ja valades kanda kaitseprille! Teha saadud soolhappelahusest viiekordne (5x) lahjendus. Selleks pipeteerida destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, lisada vett kriipsuni, sulgeda korgiga ning loksutada intensiivselt. NB! Pipetid ja bürett loputada eelnevalt töölahusega lahusega, mida hakatakse pipeteerima või büretist lisama. Seega 20 ml pipett tõmbe all valmistatud HCl lahusega, bürett NaOH lahusega. See on vajalik selleks, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad
ml), bürett, pipetid (10 ml, 20 ml), klaaspulk. Töö käik: Happelahuse valmistamine kontsentreeritud soolhappest. Mõõta mõõtesilindriga 250 ml koonilisse kolbi arvutatud kogus vett ja lisada tõmbe all väikese mõõtesilindriga vajalik kogus kontsentreeritud soolhapet. Kolb sulgeda korgiga ja lahus segada tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Tõmbe all soolhapet mõõtes ja valades kanda kaitseprille! Teha saadud soolhappelahusest viiekordne (5x) lahjendus. Selleks pipeteerida destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, lisada vett kriipsuni, sulgeda korgiga ning loksutada intensiivselt. NB! Pipetid ja bürett loputada eelnevalt töölahusega lahusega, mida hakatakse pipeteerima või büretist lisama. Seega 20 ml pipett tõmbe all valmistatud HCl lahusega, bürett NaOH lahusega. See on vajalik selleks, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad pipeti ja büreti seintel ei muudaks mõõdetava lahuse
Hind: 62.38 · VAN DER APPLE STRONG- leotusvahend vahaga - parim autopesula vahend Hind: 36.00 2. VÄLISPESU KEEMIA Auto säilitamiseks pikkadeks kasutusaastateks peab ka autot korrapäraselt puhastama ja kaitsma väliskeskkonna kahjulike mõjude eest. Kasutatakse samuti erinevaid leotusvahendeid, erineva kangusega, et auto välispindadel olev mustus maha saada. Kasutatakse ka erinevaid kuivatusvahasi. Kasutamine Enne kasutamist tuleb jälgida pakendil olevat lahjendus kirjeldust. Tuleb valmis teha täpne segu. Pärast pesu tuleb auto puhta veega üle loputada. Ohud Liiga kange shampoon võib kahjustada auto värvkihti. Samuti võib see olla ohtlik ka inimese nahale. Erinevad autoshampoonid: · PURPLE PASSION - tugev vahashampoon Hind: 11.86 · CHERRY BOMB - tugeva vahuga shampoon - autosampoon Hind: 10.26 · Van Der Foam - Vahushampoon Hind: 39.00 Erinevad kuivatusvahad: · RINSE'N WAX - märg loputusvaha - kuivatusvaha
vee suhtes. 4. Töö ülesanne · Osooni lagunemisreaktsiooni katseline uurimine · Sõltuvuste CO3 = f () ning lnCO3 = f () graafiline esitamine · Reaktsiooni kiiruskonstandi ja reaktsiooni järgu määramine integraalse ning diferentsiaalse meetodiga. · Saadud kiiruse võrrandi järgi sõltuvuse C O3 = f () arvutamine, ning arvutustulemuste võrdlemine katsetulemustega. 5. Katseandmed , KITS, Proov, Dest vesi, Lahjendus Optiline tihedus CO3, min ml ml ml Mõõdetav Võrdlus- mg/1 lahus lahus 0 6 10 - - 0,546 0,941 5 6 10 - - 0,620 0,941 10 6 10 - - 0,715 0,941
Arvutan preparaadi proteolüütilise aktiivsuse vastavalt järgmisele valemile: A = C * V1 * 2 * 103 * V2 t * 181 * g * V3 kus C = 0,115-0,085 = 0,03 mg/ml t = 800-350 = 450 s V1 (hüdrolüüsisegu üldmaht) = 26 ml V2 (ensüümilahise üldmaht) = 5 ml V3 (ensüümi maht hüdrolüüsisegus) = 1 ml g (proteaasi kaalutis) = 0,0051 g M (türosiini molekulmass) = 181 g/mol TKÄ lahusest tingitud lahjendus = 2 A = 0,03 * 26 * 2 * 103 * 5 = 18,78 kat/g 450 * 181 * 0,0051* 1 Kokkuvõte: 30 oC juures on alkalaasi aktiivsus 18,78 kat/g, st 1 sekundi jooksul hüdrolüüsiti 18,78 mooli peptiidsidemeid. Seega aja muutudes jäi aktiivsus samaks.
C 0 =0,06 mg/ml 0s C1 =0,09 mg/ml 300s C 2 =0,1370mg/ml 600s C 3 =0,1840mg/ml 900s Arvutan preparaadi proteolüütilise aktiivsuse vastavalt järgmisele valemile: C 10 3 V1 2 V 2 A= t 181 V3 g Kus: C - türosiini kontsentratsiooni muutus mg/ml: 0,1840-0,098=0,086mg/ml t - hüdrolüüsi kestvus s: 900-300=600s V1 - hüdrolüüsisegu üldmaht ml: 26ml 2- TKÄ lahusest tingitud lahjendus V 2 - ensüümilahuse üldmaht ml: 5ml V 3 - ensüümi maht hüdrolüüsisegus ml: 1ml g- proteaasi kaalutis: 0,006g 181- türosiini molekulmass. Pannes arvud valmeisse saan: 0,086 10 3 26 2 5 A= = 34,32 kat/g 600 181 1 0,006 Kokkuvõte: 30 C ° juures on savinase aktiivsus 34,32 kat/g see tähendab, et 1s jooksul hüdrolüüsiti 34,32 mooli peptiidsidemeid.
protseduuri. Nii tegin kõik edaspidised sülje lahjendused kuni kümnenda katseklaasini. 6. Seejärel lisasin igasse katseklaasi 2 ml 0,1%-list tärkliselahust, segasin hoolikalt ning asetasin vesivanni 38°C juurde, fikseerides aja. 30 minuti möödudes jahutasin katseklaasid kraanivee all toatemperatuurini, igasse klaasi lisasin 1 tilk joodilahust ja määrasin tekkinud värvuse. Katse andmed ja arvutused Katseklaasi number Sülje lahjendus Värvus 1 1:20 kollane 2 1:40 kollane 3 1:80 kollane 4 1:160 kollane 5 1:320 kollane 6 1:640 oranzi-punakas
Saadud andmete alusel koostasin graafiku: türosiini kontsentratsioon (C) aeg (t). Preparaadi proteolüütilise aktiivsuse arvutasin valemi järgi: kus C türosiini kontsentratsiooni muutus, mg/ml t hüdrolüüsi kestus, s V1 hüdrolüüsisegu üldmaht, ml V2 ensüümilahuse üldmaht, ml V3 ensüümi maht hüdrolüüsisegus, ml g proteaasi kaalutis 181 türosiini molekulmass 2 TKÄ lahusest tingitud lahjendus A = kat/ml Järeldus o Saadud tulemus näitab, et 30 C juures on alkalaasi aktiivsus 9,38 kat/ml, st 1 sekundi jooksul hüdrolüüsiti 9,38 mooli peptiidsidemeid.
määramine. teostati mõõtmised. Töö eesmärk: Määrata kõrgmolekulaarse ühendi molaarmass, mõõtes Tulemused ja arvutused: Tabel.1 tema lahuse viskoossust erinevatel konsentratsioonidel. Kasutatav Lahuse nr Lahjendus Alglahus/ Lahuse viskosimeetriline meetod molaarmassi määramiseks põhineb 2,0g/100ml mõõtekolb (ml) kontsentratsioo PVA n c' (g/100ml) polümeeride võimel tõsta lahuse viskoossust seda enam, mida suurem
Töö ülesandeks on glükoosisisalduse määramine mingis bioloogilises objektis. Töö käik: 1)Tööreaktiiv oli valmis tehtud. Tööreaktiiv: 25 ml tööreaktiivi valmistamiseks võetakse vastav mõõtekolb, millesse viiakse: 2,5 mg glükoosi oksüdaasi; 1,5 mg peroksüdaasi; 16,6 ml 0,2 M fosfaatpuhvrit, pH = 6,0; K4[Fe(CN)6] 0,1%-list lahust koguses, mis on vajalik kolvi täitmiseks kuni lõppmahuni. 2)Uuritavaks lahuseks oli sidruni vesilahus, mille lahjendus oli 1/100. 3) Kindlakontsentratsiooniliste glükoosilahuste valmistamisel kasutasinstandardlahust, mis sisaldas glükoosi täpselt 1,0 mg/ml. Standardlahusest valmistatasin kolm lahut, mille kontsentratsioon oli 0,25 mg/ml, 0,125 mg/ml ja 0,062 mg/ml. Selleks võtsin kolm katseklaasi ning esimesse pipeteerisin standardlahust 2,5 ml ning lisasin 7,5 ml dest.vett. Teises katseklaasis tegin esimesest kahekordse lahjenduse ning kolmandas teisest kahekordse lahjenduse.
C(Tyr)=f(t) 0.16 0.14 0.12 0.1 C(Tyr) 0.08 0.06 0.04 0.02 0 0 2 4 6 8 10 12 14 16 Ensüümipreparaadi proteolüütiline aktiivsus arvutati valemile: A = CTyr · 103 · V1 · V2 · 2 / (t · 181 · V3 · g) CTyr = 0,055 mg/ml t = 600 s V1 = 26 ml V2 = 5ml 2 TKÄ lahusest tingitud proovi lahjendus (3 ml o 6 ml, seega L = 2), V3 = 1ml g = 0,01g 181 türosiini molekulmass. A=13,2 µkat/g Kokkuvõte Kuna türosiini kontsentratsiooni muutuvuse graafik ajas tuli peaaegu sirge, olid mõõtmistulemused õiged. Täielikult täpsete mõõtmistulemuste kohaselt oleksid kõik 4 punkti graafikul asuma ühel sirgel. Alkalaasi proteolüütiline aktiivsus oli 13,2 µkat/g. Ühik kat/g tähendab, et 1 sekundi jooksul 1g alkalaasi katalüüsib 1mol kaseiini.
𝑉𝑁𝑎𝑂𝐻 ∙𝐶𝑀,𝑁𝑎𝑂𝐻 9,23 𝑐𝑚 ∙0,1004 𝑑𝑚3 𝑚𝑜𝑙 𝐶𝑀,𝐻𝐶𝑙 = 𝑉𝐻𝐶𝑙 = 10𝑐𝑚3 = 0,0927 𝑚𝑙 𝑚𝑜𝑙 Viie kordne lahjendus: 5∙ 0,0927= 0,464 𝑚𝑙 B. Kontroll-lahuse molaarne kontsentratsioon 𝑚𝑜𝑙 𝐶𝑀,𝐻𝐶𝑙 ∙𝑉𝐻𝐶𝑙 0,0927 ∙ 4,8 𝑐𝑚3 𝑚𝑙 𝑚𝑜𝑙 𝐶𝑀,𝑁𝑎𝑂𝐻 = 𝑉𝑁𝑎𝑂𝐻 = 10𝑐𝑚3
t (s) 2 Ensüümi proteolüütiline aktiivsus arvutatakse vastavalt valemile: CTyr türosiini kontsentratsiooni muutus valitud ajavahemikus (mg/ml) t hüdrolüüsi kestus valitud ajavahemikus (s) V1 reaktsioonisegu (substraat + ensüüm) üldmaht (ml) V2 valmistatud ensüümilahuse üldmaht (ml) 2 TKÄ lahusest tingitud proovi lahjendus V3 ensüümi maht hüdrolüüsisegus (ml) g proteaasi preparaadi kaalutis (g) 181 türosiini molekulmass 1 g ensüümi toimel toimub 2,83 µmol peptiidsidemete hüdrolüüs 1 sek jooksul 30°C juures 3
transfektsioonisegu kohe klaasile ning alles seejärel inkubeerisime 15 minutit. Rakkude külvamine 24-augulisele plaadile 6. Rakkude vaatlemine mikroskoobis. Rakkude tihedus umbes 100% 7. Rakkudelt imeda vaakumiga sööde, pesta 1 ml PBSiga , PBS ära imeda. 8. Lisada trüpsiin-EDTA lahust 0,2 ml, inkubeerida mitte rohkem kui 5min. 9. Lisada 1ml söödet (DMEM + 10% FBS NB! antibiootikumideta), suspendeeri rakud 1ml automaatpipetiga tassi küljest lahti. 10. Teha söötmega sobiv lahjendus, et rakkude lõpptihedus 24-augulisel plaadil oleks 33,3%. Arvestada 0,5 ml rakususpensiooni augu kohta. Selleks võtta 40 µl rakususpensiooni ja 410 µl söödet augu kohta. 11. Pipeteeri rakususpensioon klaasidel olevatele transfektsioonisegudele, loksuta. 12. Aseta rakud inkubaatorisse: 37°C, 5% CO2 13. 2-4h möödudes pesta rakke 1xPBS-ga ja lisada rakkudele värske sööde (nüüd võib sisaldada ka antibiootikume).
Leiame optiliste tiheduste abil kaliibrimis graafikult türosiini kontsentratsioonid. Siis tehakse graafiku Türosiini konts. aeg. Ja veel lisaks arvutatakse kontsentratsiooni vastavalt valemile: A = delta C x 103 x V1 x 2 x V2 / delta T x 181 x V3 x g deltaC - turosiini kontsentratsiooni muutus mg/ml delta T - hudroluusi kestus s V1 - hudroluusisegu uldmaht ml 2 - TKÄ lahusest tingitud lahjendus V2 - ensuumilahuse uldmaht ml V3 - ensuumi maht hudroluusisegus ml g - proteaasi kaalutis g 181 - turosiini molekulmass A = (0,023 x 103 x 26 x 2 x 5) / (600 x 181 x 1 x 0,0055) = 10,01 m. kat / ml Vastavalt definitsioonile, 1 ml ensüümi lahust vastava lahjendusega katalüüsib 1 sekundiga 30 kraadi juures 10,01 mikromooli aine teket. 5. Kokkuvõte:
3 Preparaadi proteolüütiline aktiivsus A (µkat/g) Kust selline C väärtus? Milline on tegelikult C, mis vastab hüdrolüüsi kestvusele 300 sekundit? C türosiini kontsentratsiooni muutus mg/ml 0,078-0,064=0,014 t hüdrolüüsi kestus s 600 sek V1 hüdrolüüsisegu üldmaht ml 26 ml 2 TKÄ lahusest tingitud lahjendus 2 V2 ensüümilahuse üldmaht ml 5 V3 ensüümi maht hüdrolüüsisegus ml 1 g proteaasi kaalutis g 0,0049 181 türosiini molekulmass. 181 - 9,77 mikrokatalit grammi kohta 1 g ensüümi katalüütiline aktiivsus on 9,77 katalit. ? Mis toimub 1g ensüümipreparaadi toimel? PARANDUSED: Töö oli küll eeskirja järgselt läbi viidud, kui aktiivsus on umbes 3 korda madalam tegelikkusest. Ilmselt on tulnud kusagile viga töö käigus.
3. Soolhappe kontroll-lahuse täpse kontsentratsiooni määramine tiitrimisega 250 ml koonilisse kolbi pipeteeriti 10 ml HCl kontroll-lahust, lisati 2-3 tilka fenoolftaleiini. Tiitriti 0,1003M NaOH lahusega, kuni viimase tilga lisamisel jäi püsima roosa värvus. 1) 8,1 ml 2) 8 ml 3) 8,1 ml Keskmine 8,07 ml HCl lahuse kontsentratsioon: 4. pH mõõtmine ja arvutused HCl kontroll-lahusest tehti 10x lahjendus ning mõõdeti saadud lahuse pH pH = 2,16 1) 2) 10x lahjendusega lahust pipeteeriti 10 ml 100 ml mõõtkolbi, lisati 10 ml küllastunud KCl lahust, kolb täideti kriipsuni destilleeritud veega. Mõõdeti saadud lahuse pH. pH = 3,12 Küllastunud KCl lahus sisaldab 34 g KCl 100 g vee kohta. Lahuse protsendilisus 34%. M(KCl) = 39 + 35,5 = 74,5 g/mol = 1,16 g/ml
0 200 400 600 800 1000 Aeg, s ΔCTyr – türosiini kontsentratsiooni muutus valitud ajavahemikus ΔCTyr= 0,134 mg/ml Δt – hüdrolüüsi kestus st valitud ajavahemik (s), Δt = 904 sek V1 – reaktsioonisegu (substraat + ensüüm) üldmaht (ml), V1 = 26 ml V2 – valmistatud ensüümilahuse üldmaht (ml), V2 = 5 ml 2 – TKÄ lahusest tingitud proovi lahjendus (3 ml → 6 ml, seega L = 2), V3 – ensüümi maht hüdrolüüsisegus (ml), V3 = 1 ml g – proteaasi preparaadi kaalutis (g), g = 17,9 mg=0,0179g ∆ C Tyr ∙103 ∙V 1 ∙ V 2 ∙ 2 0,134 ∙ 103 ∙ 26 ∙ 5∙ 2 μkat A= = =11,89 ∆ t ∙ 181∙ V 3 ∙ g 904 ∙181 ∙1 ∙ 0,0179 g Järeldus μkat
Lahuse valmistamine kontsentreeritud happe lahusest, lahuste lahjendamine, kontsentratsiooni määramine tiitrimisega. Kasasutatud mõõteseadmed ja töövahendid: Koonilised kolvid (250 ml), mõõtesilindrid (10 ml, 100 ml), mõõtekolb (100 ml), bürett, pipetid (10 ml, 20 ml), klaaspulk. Kasutatud kemikaalid: Kontsentreeritud HCl lahus, 1,004 M NaOH lahus, fenoolftaleiin. Töö käik: 1. Valmistada 100 ml HCl lahust. 2. Teha saadud soolhappelahusest viiekordne (5x) lahjendus. (pipeteerida destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, lisada vett kriipsuni, sulgeda korgiga ning loksutada intensiivselt.) 3. Pipeteerida destilleeritud veega loputatud koonilisse kolbi 10 ml 5x lahjendusega HCl lahust ja lisada 2...3 tilka fenoolftaleiinilahust. 4. Bürett täita nullini NaOH lahusega ja tiitrida ühe tilga täpsusega, kuni roosa värvus jääb viimase tilga lisamisel püsima. 5. Tiitrimist korrata 2..
Töö käik Eelnevalt valmistatakse tööreaktiiv (25 ml): · 2,5 mg glükoosi oksüdaasi · 1,5 mg peroksüdaasi · 16,6 ml 0,2 M fosfaatpuhvrit, pH 6,0 · K4[Fe(CN)6] 0,1% lahust koguses, mis on vajalik kolvi täitmiseks kuni lõppmahuni Uuritava lahuse ettevalmistamine · Prooviks kasutatakse pressitud apelsinimahla · Lahuseks võetakse 0,5 ml mahla, pipeteeritakse see 200ml mõõtekolbi ja täidetakse jooneni destilleeritud veega (400x lahjendus). · Mahlalahusest eemaldatakse filtrimise teel viljaliha. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimisgraafiku koostamiseks. Koostatakse kaliibrimisgraafik, mis seob glükoosi kontsentratsiooni lahuse absorptsiooniga ehk optilise tihedusega 410 nm juures. · Võetakse 1,0 mg/ml glükoosi lahus · Valmistatakse sellest 3 eri kontsentratsiooniga lahust destilleeritud vees: 0,25; 0,125 ja 0,0062 mg/ml Värvusreaktsiooni läbiviimine
annaabi.ee 
