Elektripliit Keeduklaas vesivanni tarbeks Plastiklehter, filterpaber Munavalgu lahus Reaktiivid erinevate reaktsioonide läbiviimiseks 1.1.1.Biureedireaktsioon Tegemist on valkude üldreaktsiooniga, mille tulemusel moodustavad kaht või enamat peptiidsidet omavad valgud aluselises keskkonnas vask(II) ioonidega violetse kompleksi. Töö käik Valan katseklaasi 1 ml munavalgu lahust, lisan 1 ml 10%-list NaOH lahust ja mõni tilk 1%-list CuSO4 lahust. Loksutan katseklaasi hoolikalt. Järeldus Lahus värvub violetseks, seega sisaldab munavalgu lahus vähemalt kahte peptiidsidet. 1.1.2.Ksantoproteiinreaktsioon (Mulderi reaktsioon) Ksantoproteiinreaktsioon tõestab aromaatse tuuma olemasolu. Lahuse nitreerimise tagajärjel denatureerub valk pöördumatult ja sadestub. Moodustunud nitrofenooli tüüpi ühend annab kollase värvuse ja käitub hape/alus indikaatorina, omandades leeliselises keskkonnas oranzi värvuse. Töö käik
Väävelhape toimel suhkrud dehüdreeruvad, moodustades kas furfuraale või 5- hüdroksümetüülfurfuraale. Tekkinud produktid reageeruvad edasi -naftooliga (C10H7OH), moodustades purpurse kihi uuritava lahuse ja happe piirpinnale. Töö käik: Võtan 2 katseklaasi, esimesesse valan 2 ml fruktoosi lahust, teisesse 2 ml sahharoosi lahust. Mõlemasse katseklaasi lisan 5-6 tilka Molisch'i reaktiivi. Loksutan hoolikalt. Hoides katseklaasi kaldasendis lisan tilkhaaval 1 ml konts. H2SO4. Happe ja lahuse piirpinnal tekkis violetne kiht. Järeldus: Happe ja lahuse piirpinnale violetne reaktsiooni produkt, seetõttu võib väita, et uuritavates lahustes esinevad süsivesikud. 1.2.2. Osasoonide saamine. Osasoonid on süsivesikute derivaadid, mis tekivad redutseeriva ehk taandava suhkru reageerimisel fenüülhüdrasiiniga
Tugevas happelises keskkonnas toimub pikapeale monosahhariidide vabanemine, sest väävelhappe toimel suhkrud dehüdreeruvad ning moodustavad furfuraale või 5-hüdroksümetüülfurfuraale. Seejärel reageerivad tekkinud produktid -naftooliga. Töö käik: · valan kahte katseklaasi 2 ml erinevate süsivesikute lahust ( glükoos ja saharoos) · lisan mõlemasse katseklaasi 5-6 tilka Molisch'i reaktiivi (-naftooli lahus alkoholis) tekkis sade · loksutan · lisan kaldasendis katseklaasi 1ml konts väävelhapet · väldin loksutamist hape voolab lahuse alla ja moodustub sade, kuna hapestatud keskkonnas suhkrud dehüdreeruvad ning tekkinud 5-hüdroksümetüülfurfuraal reageerib -naftooliga Sahharoosiga moodustub tumelilla sade. Glükoosiga tekib helelilla sade. 1.2.2 Osasoonide saamine Osasoomid on süsivesikute derivaadid, mis tekivad fenüülhüdrasiini reageerimisel taandava suhkruga
Cu2+ -ioonidega violetse kompleksi. Tegemist on üldreaktsiooniga Leeliselises keskkonnas moodustavad Cu2+ -ioonid valgumolekulidega violetse, lühikese ahelaga peptiididega aga roosa värvusega biureetkompleksi. Kompleksi värvuse intensiivsus sõltub valgu kontsentratsioonist ja vase ioonide hulgast lahuses Töö käik Võtan katseklaasi 1 ml munavalge lahust, lisan 1 ml 10%-list NaOH lahust ja mõne tilga 1%- list CuSO4 lahust. Loksutan hoolikalt. Lahus muutub tumesinisest lillaks. Katse näitas, et tegemist on pika valgumolekuliga. Ksantoproteiinreaktsioon Ksantoproteiinreaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete (türosiin, trüpofaan ja fenüülalaniin) olemasolu valgus. Kontsentreeritud HNO 3 lisamisel valk denatureerub ja sadeneb. Katseklaasi sisu soojendamisel toimub aromaatsete tuumade nitreerumine. Moodustunud ühend on kollase värvusega ja käitub alus-happe indikaatorina,
Töö käik: Ensüümiprepadaadist töölahuse valmistamine Uuritavast proteaasi preparaadist valmistan lahus, milles ensüümi kontsentratsioon võrdub 1,5 mg/ml. Ensüümina kasutan savinaasi. Analüütilistel kaaludel kaalun 7,5 mg ensüümi. Minu kaalutis on 0,0081 g. Viin kadudeta ensüümi gradueeritud katseklaasi ja lisan väike kogus puhverlahust. Segan klaaspulgaga u 5 min kuni ensüüm on lahustunud. Seejärel lisan puhverlahust 5 ml-ni ja loksutan läbi. Ensüümreaktsiooni läbiviimine Võtam 50ml-line katseklaas, kuhu pipeteerin 25 ml 2%-list kaseiini lahust, Klaas katan korgiga ja asetan vesitermostaati 30°C juures umbes 5-10 minutiks soojenema. Võtan 4 kuiva katseklaasi ja nummerdan neid. Igaühte pipeteerin 3 ml 5%-list TKÄ lahust. Kui kaseiini lahus on soojenenud, pipeteerin temale juurde 1 ml savinaasi töölahust, kiiresti loksutan reaktsioonisegu läbi ja fikseerin reaktsiooni alguse aeg. Võimalikult kiiresti võtan
1.3.1. Rasvapleki proov Kõikide lipiidide ühiseks omaduseks on lahustuvus orgaanilistes lahustites. Lipiidi sisaldava lahuse tilga kandmisel paberile ja lahusti aurustumisel moodustub lipiide sisaldava proovi korral paberile rasvaplekk. Töö käik: Kahte katseklaasi panen umbes 1 g tahket ainet, milles soovin lipiidi olemasolu kindlaks teha. Mõlemasse katseklaasi lisan 0,5 ml atsetooni. Loksutan hoolega ja jätan 5 minutiks seisma. Võtan pulgaga sademe kohal tekkinud vedeliku kiht ja kannan filterpaberile. Jätan mõneks minutiks filterpaber kuivama. Järeldus: Vaadates kuiva paberit vastu valgust võib näha, et filterpaberil, kus oli I tahke aine proov, tekkis rasvaplekk. Võib järeldada, et
Töö käik Valmistan juhendaja näpunäidete järgi sobiva pH-ga esperaasi lahuse, kasutades lahustiks atsetaatpuhvrit. Optimaalne kontsentratsioon esperaasi jaok on 4 mg 1 ml puhvri kohta, seega pean 5 ml lahuse jaoks kaaluma 20 mg ehk 0,0200 g esperaasi analüütilisel kaalul. Seejärel lisan väikese koguse puhverlahust ja segan klaaspulgaga, kuni ensüüm on lahustunud (kuna preparaat sisaldab ka täietainet, mis ei lahustu, siis selget lahust ei teki). Viin mahu 5 ml-ni ja loksutan lahuse läbi, et kontsentratsioon ühtlustuks. Võtan 50 ml-se katseklaasi ja pipeteerin sinna 25 ml 2%-list kaseiini lahust. Panen katseklaasile korgi peale ning asetan termostaati 30oC umbes 5-10 minutiks. Kuni substraat soojeneb, võtan 4 kuiva 20 ml katseklaasi ja nummerdan. Pipeteerin igaühte neist 3 ml 5%-list TKÄ lahust. Pärast kaseiini soojenemist alustan ensüümireaktsiooni. Pipeteerin kaseiinile 1 ml esperaasilahust, loksutan kergelt ja võtan võimalikult kiiresti 3 ml
lahust.Klaasi peale panen parafilmi ja asetan vesitermostaati °C juurde umbes 5-10 minutiks soojenema. 2) Võtan 4 kuiva katseklaasi (20 ml) ja nummerdan.Igaühte pipeteerin 3 ml 5%-list TKÄ lahust. 3) Kui kaseiini lahus on 30 °C-ni soojenenud,alustan ensüümireaktsiooni-kaseiini hüdrolüüsi. Pipeteerin kaseiinile juurde 1 ml valmistatus proteaasi töölahust,reaktsioonisegu loksutan kiiresti läbi ja asetan termostaati tagasi. Samas fikseerin reaktsiooni alguse aeg. 4) Kolme minuti pärast võtan puhta kuiva pipetiga 3 ml reaktsioonisegu,viian esimesse TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi (0 proov) ja loksutan katseklaasi sisu hoolega.Peale proovi võtmist asetan reaktsiooniseguga katseklaas tagasi termostaati. 5) Viie minuti pärast( 8-ndal minutil) võtan sama pipetiga 3 ml reaktsioonisegu teise katseklaasi ja loksutan hoolega läbi
Seega võimaldab toodud võrrand arvutada lahjenduse tegemiseks vajaliku standardlahuse mahu, kui on teada lahjendatud lahuse vajalik maht (10ml). 1) 2) 3) Lahjenduste valmistamine Lahjenduste valmistamiseks võtan 3 puhast,kuiva katseklaasi,kuhu pipeti abil mõõdan eelnevalt väljaarvutatud kogus glükoosi standardlahust. Destilleeritud vett lisan pipetiga niipalju,kui on vajalik lahuse lõppmahu(10ml) saavutamiseks. Katseklaasid sulen korkidega ja loksutan kontsentatsiooni ühtlustamiseks. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsiooni läbiviimiseks asetan katseklaaside statiivi 6 puhast, kuiva katseklaasi ja numereerin. Kontrollkatse e 0-proov,mis näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni,viian läbi destilleeritud veega. Katseklaasi nr.1 pipeteerin 1ml dest.vett Katseklaasidesse nr.2,3 pipeteerin 1ml uuritavat lahust(2 paralleelproovi) Katseklaasidesse nr.4,5,6 pipeteerin igaühte 1ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust.
0,125 mg/ml ja 0,062 mg/ml. Lahjenduste tegemiseks kasutan samm-sammult lahjendamine. Et valmistada glükoosilahust kontsentratsioonidega 0,25 mg/ml, võtan 2,5 ml glükoosi standart-lahust ja lisan 7,5 ml dest. vett. Et valmistada glükoosilahust kontsentratsioonidega 0,125 mg/ml, võtan eelmisest lahusest 5 ml lahust ja lisan 5 ml vett. Et valmistada glükoosilahust kontsentratsioonidega 0,062 mg/ml, võtan eelmisest lahusest 5 ml lahust ja lisan veel 5 ml dest. vett. Kõik katseklaasid loksutan hoolikalt. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsiooni viiakse läbi katseklaasides toatemperatuuri juures. Asetan statiivi 6 puhast ja kuiva katseklaasi ja nummerdan. Katseklaasi nr.1 pipeteerin 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov). Katseklaasidesse nr.2 ja nr.3 pipeteerin 1 ml apelsiinimahla lahust. Katseklaasidesse nr.4, nr.5 ja nr.6 pipeteerin igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi pipeteerin 3 ml tööreaktiivi. Kohe loksutan.
selle gaasi mahu mõõtmiseks mõeldud seadmega ühendada. Hoides katseklaasi väikese nurga all, asetan metallitüki niisutatud filterpaberiga katseklaasi seinale umbes 2 cm allapoole avaust. Sulgen katseklaasi hermeetiliselt, vältides järsemaid liigutusi, mis võiksid metallitüki hapesse kukutada. Liigutan bürette üles-alla nii, et vee nivood mõlemas büretis oleksid ühel kõrgusel. Märgin üles näidu ühelt büretilt. Katseklaasi järsult liigutades kukutan metallitüki happesse. Loksutan katseklaasi, et paber võimalikult palju avaneks. Jälgin kuidas reaktsiooni käigus vee nivoo bürettides muutub. Lasen eraldunud vesinikul 3 minutit jahtuda, oodates kuni vee nivoo paigale jääb. Märkan, et peale viit minutit ootamist ei ole nivoo ikka veel paigale jäänud ja muutub nähtavalt. Järeldan, et seade pole hermeetiline ja hakkasin otsima seadmes defekti. Avastasin, et seadmel oli üks kork lõhki ja see avaus muutis seadme eba- hermeetiliseks
kaliibrimisgraafik. Kindlakontsentratsioonilise glükoosilahuste valmistamisel lähtutakse glükoosi standardlahusest (1 mg/ml). Sellest valmistatakse kolm lahjendust kontsentratsioonidega 0,25 mg/ml, 0,125 mg/ml ja 0,062 mg/ml. Võtan 3 puhast ja kuiva katseklaasi. Esimesse mõõdan 2,5 ml standarlahust ja 7,5 ml destilleeritud vett. Teise 5 ml esimest lahust ja 5 ml destilleeritud vett. Kolmandasse 5 ml teist lahust ja 5 ml destilleeritud vett. Loksutan kindlasti pärast iga lahjenduse tegemist katseklaasi hoolikalt läbi, et kontsentratsioonid ühtlustuksid. Värvusreaktsiooni läbiviimiseks võtan 6 puhast, kuiva katseklaasi. 1.katseklas – 0-proov, pipeteerin 1 ml destilleeritud vett 2. ja 3.katseklaas – pipeteerin 1 ml uuritavat lahust (100-kordselt lahjendatud õunamahla lahus) 4., 5. ja 6. katseklaas – pipeteerin igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust
TÖÖLAHUSE MAHT 10 ml LAHJENDUSMÄÄR 40x lahjendus VEDELA PREPARAADI VAJALIK MAHT 10 ml/40 = 1/4= 0,25 ml ENSÜÜMREAKTSIOONIKS 0,5 ml KASUTATAVA ENSÜÜMI MAHT (Invertiin) 1. Doseerin vedelat preparaati automaatpipetiga gradueeritud katseklaasi 2. Lisan sobiva lahjendusmäära saamiseks vajalik kogus puhvrit. 3. Sulgen katseklaasi korgiga ja loksutan lahust kontsentratsioonide ühtlustamiseks ENSÜÜMREAKTSIOONI (SAHHAROOSI HÜDROLÜÜSI) LÄBIVIIMINE: 4. Võtan 50 ml mahuga katseklaasi 5. Pipeteerin sinna 25 ml substraati (7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvriga, mille pH=4,8) 6. Varustan katseklaasi korgiga ja asetan 5-10 minutiks vesitermostaati 30±1 °C juurde soojenema 1. Võtan kolm 250 ml mahuga koonilist kolbi.
Kõigepealt mähin metallitüki filterpaberisse ja teen selle destilleeritud veega märjaks. Mõõdan mõõtesilindrisse 5cm3 10%-list soolhappelahust ja valan selle läbi lehtri katseklaasi. Seejärel asetan filterpaberis oleva metallitüki katseklaasi seinale. Sulgen katseklaasi hermeetiliselt. Siis liigutan bürette nii, et vee nivood bürettides oleksid ühes tasapinnas. Märgin üles näidu V1. Seejärel kukutan metallitüki happesse ning loksutan, et paber filterpaber avaneks. Ootan ja jälgin, kuni vee nivoo bürettides muutub ning selle lõppemisel lasen eraldunud vesinikul jahtuda. Siis liigutan bürette, et nende nivood oleks ühes tasapinnas ja märgin üles näidu V2. Katseandmed: V1 = 9,0cm3 V2 = 1,2cm3 Püld = 103300Pa T = 295,15K RH = 42% V3 = |1,2-9| = 7,8cm3 Katseandmete töötlus ja tulemuste analüüs: Arvutan reaktsioonil eraldunud vesiniku mahu normaaltingimustel.
· Paberile moodustub rasvaplekk, millest paberi läbipaistvus suureneb · Vastu valgust vaadates on rasvaplekk muust paberist heledam · Pimeda poole vaadates on rasvaplekk muust paberist tumedam TÖÖ KÄIK: 1. Võtan 2 kuiva katseklaasi , millesse panen 1 g tahket uuritavat ainet, milles soovin lipiidi olemasolu kindlaks teha. 2. Panen mõlemasse katseklaasi mitte rohkem kui 0,5 ml orgaanilist lahustit (atsetoon, tetraklorometaan, kloroform). 3. Loksutan hoolikalt ja lasen tahke materjali settimiseks umbes 5 minut seista. 4. Kui sademe kohale on tekkinud selge lahuse kiht, siis kantakse mõlemast katseklaasist pipetiga 1 tilk lahust filterpaberile. 5. Tilgutan samale kohale veel ühe tilga lahust kummalegi filterpaberile. 6. Lasen kuivada. 7. Vaatan kuiva paberit vastu valgust. Proov sisaldas lipiide. Proov ei sisaldanud lipiide 1.3.2 Emulsioonitest
Kompleksi värvus on tingitud Cu2+-ioonide koordinatiivsest seostumisest nelja peptiidsidemete koostisse kuuluva lämmastiku aatomiga, kaks kummastki polüpeptiidahelast või selle fragmendist. Kompleksi värvuse intensiivsus sõltub valgu kontsentratsioonist ja vase ioonide hulgast lahuses. Vaadake uuest juhendist katse teooriat. Biureet ei moodustu ainult peptiidsideme hapnikutega. Töö käik: Katseklaasi valan 1 ml munavalgu lahust. Lisan 1 ml 10% NaOH, mõni tilk 1% CuSO 4 lahust ja loksutan. Tulemus: Pärast ainete segamist lahuse värmus muutus violetseks.See tähendab ,et lahusel on aluseline keskkond,lahus sisaldab valku,mis koosneb rohkem,kui kahest peptiidsidemest. 2.Ksantoproteiinreaktsioon(Mulderi reaktsioon) Mulderi reaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete(Tyr,Trp,Phe) olemasolu valgus.Kontsentreeritud lämmastikhape lisamisel valk denatureerub pöördumatult ja sadestub.Soojendamisel toimub aromatsete tuumade nitreerumine
Reaktsiooni labiviimine. Katseklaas nr.1: Pipeteerisin 1 ml distileeritud vett.(kontrollproov) Katseklaasid nr.2,3: Pipeteerisin 1 ml uuritavat lahust (paralleelproovid) Katseklaas nr.4: Pipeteerisin 1 ml glukoosisisaldus 0,25 mg/ml kontsentratsiooniga. Katseklaas nr.5: Pipeteerisin 1 ml glukoosisisaldus 0,125 mg/ml kontsentratsiooniga. Katseklaas nr.6: Pipeteerisin 1 ml glukoosisisaldus 0,062 mg/ml kontsentratsiooniga. Igasse katseklaasi pipiteerin 3 ml tooreaktiivi ja loksutan kohe, et saavutada uhtlast kontsentratsiooni. Katseklaasid hoian 20 min toatemperatuuril. Reaktsioonide tulemused varvivad glukoosi sisaldavad lahused tekkiva K-heksatsuanoferraat(III) toimel kollaseks. (Ei ole paris margatav). Spektrofotomeetril moodan leinepikkusel 410 nm lahuse optilise tiheduse vaartust, kasutades vordluslahusena destileeritud vett. Katseklaas nr.1: 0,061 Katseklaas nr.2: 0,141-0,061=0,08 Katseklaas nr.3: 0,141-0,061=0,08 Katseklaas nr.4: 0,200-0,061=0,139 Katseklaas nr
Tahke preparaadi mass g=10 mg, lahustiks atsetaatpuhver (5ml), töölahuse kontsentratsioon 2 mg/ml. 2. 50 ml katseklaasi pipeteerin 25 ml 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris (pH=4,8), varustan katseklaas korgiga ja asetan termostaati 10 minutiks C juures. 3. Kolme 250 ml koonilisse kolbi pipeteerin igasse 10 ml komplekslahust. 4. Kui substraat saavutas temperatuuri , lisan sellele 1 ml uuritavat invertaasi töölahust, loksutan ja asetan termostaati. Reaktsiooniks kulgenud aeg fikseerin stopperiga. 5. Kohe peale reaktsiooni segu läbiloksutamist pipeteerin 1 ml reaktsioonisegu lahust komplekslahusega kolbi (proov 1). 10 minutit peale ensüümireaktsiooni algust pipeteerin 1 ml reaktsioonisegu teise kolbi (proov 2). 20 minutit peale ensüümireaktsiooni algust pipeteerin 1 ml reaktsioonisegu kolmandasse kolbi (proov 3). 6
nummerdatud katseklaasi TKÄ-ga. Fikseerisin reaktsiooni algusaja. (0-proov) · Täpselt 5 minuti möödumisel võtan taas reaktsioonisegu termostaadist ja pipeteerin 3 ml lahust teise TKÄ-ga täidetud katseklaasi. Asetan reaktsioonisegu taas termostaati. Sama protseduuri kordan veel reaktsiooni kulgemise 10ndal ja 15ndal minutil. · Pärast ensüümisegu lisamist loksutan katsaeklaasid kiirelt läbi, et tekkiva sademe osakesed oleksid väiksemad. Jätan sademe formeeruma ja alla vajuma, kuni katseklaas, kuhu lisasin ensüümisegu viimasena, on seisnud juba 15 minutit. · Samal ajal panen valmis 4 puhast ja kuiva katseklaasi, nummerdan need ning varustan plastmasslehtri ja filterpaberiga. Sobiva aja möödudes alustan filtrimist. Jälgin, et saadav filtraat oleks selge, mitte hägune
ajal, kuid väldin liigutusi, mis võiksid metallitüki happesse kukutada. 5. Liigutan bürette üles-alla nii, et vee nivood mõlemas büretis oleksid ühes tasapinnas (metallitükk ei tohi veel happega kokku puutuda). Märgida võimalikult täpselt (täpsusega 0,05 cm³) üles näit ühelt büretilt (V1). Näidu lugemisel peab silm olema samal tasapinnal vee nivooga, näidu võtan meniski kaare madalaimalt kohalt. 6. Katseklaasi järsult liigutades kukutan metallitüki happesse. Loksutan, et paber võimalikult rohkem avaneks ja jälgin, kuidas reaktsioon algab ning vee nivoo bürettides muutub. Kui reaktsioon on lõppenud ja nivood enam ei muutu, lasen eraldunud vesinikul 2...3 minutit jahtuda, jälgides, et vee nivoo püsiks enamvähem paigal. Kui nivoo hakkab nähtavalt muutuma, pole seade hermeetiline ja katse tuleb uuesti sooritada. [Reageerides langes 18 cm³ => 24,7 cm³, vahe on 6,7 cm³] 7
korralikult ja kiiresti ning võtsin reaktsioonisegu ml segu ning pipeteerisin selle esimesse nummerdatud katseklaasi TKÄ-ga. Fikseerisin reaktsiooni algusaja. (0-proov) Täpselt 5 minuti möödumisel võtan taas reaktsioonisegu termostaadist ja pipeteerin 3 ml lahust teise TKÄ-ga täidetud katseklaasi. Asetan reaktsioonisegu taas termostaati. Sama protseduuri kordan veel reaktsiooni kulgemise 10ndal ja 15ndal minutil. Pärast ensüümisegu lisamist loksutan katsaeklaasid kiirelt läbi, et tekkiva sademe osakesed oleksid väiksemad. Jätan sademe formeeruma ja alla vajuma, kuni katseklaas, kuhu lisasin ensüümisegu viimasena, on seisnud juba 15 minutit. Samal ajal panen valmis 4 puhast ja kuiva katseklaasi, nummerdan need ning varustan plastmasslehtri ja filterpaberiga. Sobiva aja möödudes alustan filtrimist. Jälgin, et saadav filtraat oleks selge, mitte hägune. Juhul, ku lahus on hägune, tuleb seda uuesti filtrida.
teatud aminohapetele valgu molekulis/aminohapete lahuses. Valkude reaktsioonid 1. Biureedireaktsioon Aine peab sisaldama vähemalt kahte peptiidsidet. Tugevalt leeliseline keskkonnas annab valk vask(II)ioonidega sinakasvioletse, valgu mittetäieliku hüdrolüüsi produktid (peptiidid) roosa värvusega biureetkompleksi. Töö käik: 1 ml munavalgu lahust + 1ml NaOH + 2 tilka 1% CuSO4 lahust (loksutan) Tulemus: Hakates lahusele lisama CuSO 4 lahust muutus lahus kohe helelillaks ja tumenes CuSO4 edasisel lisamisel. Järeldus: Munavalgu lahuses sisaldusid polüpeptiidid. 2. Ksantoproteiinreaktsioon (Mulderi reaktsioon) Reaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete (tyr, trp, phe) olemasolu valgus. Lisades konts. lämmastikhapet sadestub valk pöördumatult ja soojendamisel aromaatsed tuumad nitreeruvad. Moodustunud ühend on kollase värvusega (happelises keskkonnas
sinakasvioletse, lühikese ahelaga peptiididega roosa värvusega biureedikompleksi. Kompleksi värvus on tingitud -ioonide koordinatiivsest seostumisest nelja peptiidsideme koostisse kuuluva lämmastiku aatomiga. Kompleksi värvuse intensiivsus sõltub valgu kontsentratsioonist ja vase ioonide hulgast lahuses. Töö käik · Valan katseklaasi 1 ml munavalgu lahust. Munavalgu lahus on värvuseta. · Lisan 1 ml 10%-list lahust ja mõne tilga 1%-list lahust. · Loksutan katseklaasi sisu hoolikalt. Lahus muutus ühtlaselt violetseks. Järeldus Reaktsiooni tulemusena muutus lahus ühtlaselt violetseks, mis annab tunnistust biureedikompleksi tekkimisest lahusesse. See tõestab antud katses 2 või enama peptiidsideme olemasolu lahuses. 1.1.2 Ksantoproteiinreaktsioon (Mulderi reaktsioon) Ksantoproteiinreaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete olemasolu valgus. Kontsentreeritud lämmastikhappe lisamisel valk denatureerum pöördumatult ja
o Võtan 50ml katseklaasi, kuhu pipeteerin 25ml 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris pH väärtusega 4,8. Sulgen katseklaasi korgiga ja panen katseklaasi 5-10 minutiks vesitermostaati umbes 30 0C juurde soojenema. o Pipeteerin kolme 250ml koonilisse kolbi 10 ml komplekslahust. o Kui substraat on teermostaadis saavutanud temperatuuri 30 0C, lisan sellele 1ml uuritavat invertaasi töölahust ja loksutan. o 42 sekundit pärast reaktsioonisegu loksutamist võtan sellest kuiva pipetiga 1ml lahust ja viin ühte komplekslahusega kolbi, see on 0-proov. Asetan katseklaasi tagasi termostaati. o 10min pärast ensüümireaktsiooni algust võtan sama pipetiga 1ml reaktsioonisegu ja viin selle teise koonilisse kolbi komplekslahusesse.
katseklaasi TKÄ-ga. Fikseerisin reaktsiooni algusaja. (0-proov) Sarnaselt toimisin veel 10 ja 20 minuti möödumisel reaktsiooni fikseeritud algusest. Täpselt 5 minuti möödumisel võtan taas reaktsioonisegu termostaadist ja pipeteerin 3 ml lahust teise TKÄ-ga täidetud katseklaasi. Asetan reaktsioonisegu taas termostaati. Sama protseduuri kordan veel reaktsiooni kulgemise 10ndal ja 15ndal minutil. Pärast ensüümisegu lisamist loksutan katsaeklaasid kiirelt läbi, et tekkiva sademe osakesed oleksid väiksemad. Jätan sademe formeeruma ja alla vajuma, kuni katseklaas, kuhu lisasin ensüümisegu viimasena, on seisnud juba 15 minutit. Samal ajal panen valmis 4 puhast ja kuiva katseklaasi, nummerdan need ning varustan plastmasslehtri ja filterpaberiga. Sobiva aja möödudes alustan filtrimist. Jälgin, et saadav filtraat oleks selge, mitte hägune. Juhul, ku lahus on hägune, tuleb seda uuesti filtrida.
korral μkat/ml, tahke preparaadi puhul μkat/g. Tiitrimisel toimub järgnev reaktsioon: Töö käik Ensüümipreparaadist töölahuse valmistamine Valmistan vajaliku koguse sobiva ensüümikontsentratsiooniga lahust. Lahustina kasutan atsetaatpuhvrit, mille pH=4,8. Mõõdan automaatpipetiga 1 ml vedelat ensüümpreparaati ning viin selle gradueeritud katseklaasi. Lisan 9 ml atsetaatpuhvrit. Alglahus: 0,2 ml, 50 x lahjendus kokku 10 ml Sulen katseklaasi korgiga, lahust loksutan kontsentratsiooni ühtlustamiseks. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüs) läbiviimine Pipeteerisin 50 ml mahuga katseklaasi 25 ml 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris pH-ga 4,8 (substraat). Sulgesin katseklaasi korgiga ning asetasin vesitermostaati 30°C juurde soojenema 10 minutiks. Pipeteerisin kolme 250 ml-sse koonilisse kolbi 10 ml komplekslahust. Kui substraat oli saavutanud termostaadis temperatuuri 30°C, lisasin sinna 1 ml invertaasi
Segan klaaspulgaga u 5 min kuni ensüüm on lahustunud. Ensüümreaktsiooni läbiviimine Võtan 50 ml mahuga katseklaas, kuhu pipeteerin 25 ml substraati, milleks on 7%-line sahharoosi lahus atsetaaspuhvris (pH = 4,8). Katseklaas varustan korgiga ja asetan 10 minutiks vesitermostaati 30±1°C juurde soojenema. Võtan kolm koonilist kolbi mahuga 250 ml, kuhu pipeteerin 10 ml komplekslahust. Nummerdan neid. Kui substraat on soojenenud, lisan sellele 1 ml uuritavat invertaasi töölahust. Lahust loksutan läbi ja fikseerin ensüümireaktsiooni alguse aeg. Võtan kuiva pipetiga 1 ml lahust ja viin esimesse kolbi, kus on komplekslahus (0-proov). Kohe asetan katseklaas termostaati tagasi. 10 minutit peale ensüümireaktsiooni algust võtan sama pipetiga 1 ml reaktsioonisegu ja viin teise kolbi. 20 minutit peale ensüümreaktsiooni algust võtan veel 1 ml reaktsioonisegu ja viin kolmandasse kolbi. Reaktsiooniproduktide sisalduse määramine ja aktiivsuse arvutamine
d36 = 1,179g/cm3 2,4% HCl lahuse tihedus: d2,4 = 1,0103 g/cm3 Vaja on võtta konts. hapet: m(HCl) = (C% * V*) / (C% * ) = (2,4% * 100 ml * 1,0103 g/cm3) / (1,179 * 36) 5,71 ml Vaja on võtta vett: 100 ml 5,71 ml = 94,29 94,3 ml 2. Valmistan 2,4% 100 ml HCl lahuse. Teen 20 ml 5x lahjenduse. Selleks pipeteerin destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, lisan vett kriipsuni, sulgen korgiga ja loksutan intensiivselt. (pipetid ja büreti loputan eelnevalt töölahusega, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad pipeti ja büreti seintel ei muudaks mõõdetava lahuse kontsentratsiooni.) 3. Pipeteerin dest. veega loputatud koonilisse kolbi 10 ml 5x lahjendusega HCl lahust ja lisan 2...3 tilka fenoolftaleiinilahust. Täidan büreti nullini täpse kontsentratsiooniga NaOH lahusega ja tiitris ühe tilga täpsusega, kuni roosa värvus jääb püsima. Arvutan
rühma katioonidest NH4+ ja Mg2+ ioone. NH4+ ioonid tõestatakse alati alglahusest, kuna töö käigus lisatakse lahustele ammooniumsoolasid. NH4+ ioonide tõestamine Lisan tilgale alglahusele 3-4 tilka Nessleri reaktiivi (K 2[HgI4] ja KOH segu). Tekib pruun amorfne sade. NH4+ + 2[HgI4 ]2– + 4OH– → [NH2Hg2O] I ↓+ 7I – + 3H2O IV rühma katioonide (Ba2+ ja Ca2+) sadestamine Võtan 4-5 tilka alglahust ja lisan 4-5 tilka NH 4Cl, leelistan NH3 H2O-ga ja lisan (NH4)2CO3 lahust. Loksutan ja soojendan vesivannis paar minutit. Tekib paks valge karbonaatide sade. Tsentrifuugin ja kontrollin sadenemise täielikkust. Tsentrifugaadi säilitan V rühma katioonide analüüsiks. Pesen sadet 2 korda NH 4Cl ja NH3 H2O lahusega. Karbonaatide sademe lahsutan 2M etaanhappes ja tõestan lahusest IV rühma katioonid. Ba2+ ioonide tõestamine Lisan 3-4 tilgale lahusele 2-3- tilka K2CrO4. Tekib kollane sade, mis ei lahustu etaanhappes, aga reageerib lahjendatud HCl-ga.
1) Võtan 50 ml mahuga katseklaas,kuhu pipeteerin 25ml substraati,milleks on 7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH väärtusega 4,8. Katseklaas varustan fooliumiga ja asetan umbes 10 minutiks vesitermostaati 30 ºC juurde soojenema. 2) Võtan kolm koonilist kolbi mahuga 250 ml,kuhu pipeteerin 10 ml komplekslahust. 3) Kui substraat on termostaadis saavutanud temperatuuri 30 ºC lisan sellele 0,5ml uuritavat invertaasi töölahust,lahus loksutan kiiresti. Asetan katseklaas termostaati tagasi. 4) Kohe peale reaktsiooni segu läbiloksutamist võtan sellest kuiva pipetiga 1 ml lahust ja lisan ühte kolbidest,kus on kompleks lahus. See on 0-proov. 5) 10 minutit peale ensüümreaktsiooni algust võtan sama pipetiga 1ml reaktsioonisegu ja lisan teise komplekslahust sisaldavasse kolbi. 6) 20 minutit peale ensüümreaktsiooni algust võtan veel 1 ml reaktsioonisegu ja lisan kolmandasse kolbi.
osadena nelja katseklaasi. Lahuse punane värvus on tingitud reaktsioonil tekkivast raud(III)tiotsüanaadist, kus värvi intensiivsus oleneb tema kontsentratsioonist. Reaktsiooni tasakaalu nihkumist on lihtne jälgida lahuse värvuse muutumise järgi. Esimene katseklaas jätta võrdluseks. Teise katseklaasi lisan kaks tilka FeCl 3 lahust. Kolmandasse katseklaasi lisan kaks tilka NH 4SCN lahust. Neljandasse katseklaasi lisan tahket NH 4Cl ja loksutan tugevasti. KATSEANDMETE TÖÖTLUS JA TULEMUSTE ANALÜÜS: Hindan, millises suunas nihkub tasakaal, kui suurendan FeCl3 kontsentratsiooni tasakaal nihkub paremale. Katsel nägin, et lahus muutus tumepunaseks, mis on kinnituseks varem tehtud eeldusele tasakaalu nihkumise kohta. NH4SCN kontsentratsiooni tasakaal nihkub paremale. Katsel nägin, et lahus
õhupallile siis ta võtab omale kuju tagasi ja näiteks paber jälle on plastne kui ma kortsutan kokku jääb ta selliseks nagu milliseks ma ta pigistasin. 6.Rõhk Rõhk on kahele pinnale näiteks anuma seintele vedceliku ja kaasi poolt valtatav mõju on rõhk. Rõhuks nimetatakse suurust mida pinnale mõjuva ja pinna osa suuruse suhtes.Kõihe lihtsam näide näitseks rõhu kohta on see, et ma võ´tan gaasilise joogi pudeli loksutan seda tekitases rõhu sinna pudelisse ja kõigelihtsam näha seda rõhku eraldumas on see kui ma võtan selle pudeli ja keeran sellel pudelil korgi maha. 7.Soojus Soojus on ühelt süsteemilt teisele energia ülekandmise mikroskoopiline moodus. Siin kandub üle ainult siseenergia ning see jääb ka uues süsteemis mikroosakeste korpäratu liikumise energiaks. Üksnäide veel miks pannakse soojus radikad akna alla. Selle pärast ,et aknast tuleb
Seejärel võtan 50 ml mahuga katseklaas ja pipeteerin sinna 25 ml 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris (pH=4,8). Panen katseklaasile korgi peale ning asetan selle 10 minutiks vesitermostaati 30o juurde soojenema. Võtan kolm koonilist kolbi, mahuga 250 ml. Pipeteerin sinna 10 ml komplekslahust (CuSO4 ja EDTA-Na Na2CO3 lahuses). Võtan termostaadis 10 minutit seisnud sahharoosi lahuse ja lisan sinna 1 ml invertaasilahust. Loksutan hoolikalt läbi ning võtan koheselt 1 ml proovi ja lisan selle ühte komplekslahuse kolbi. Ülejäänud sahharoosilahuse asetan tagasi termostaati seisma 10 minutiks. Pärast 10 minutit võtan sahharoosilahuse termostaadist taaskord välja ning pipeteerin sellest 1 ml lahust teise komplekslahuse kolbi. Asetan sahharoosilahuse veel 10 minutiks termostaati ning pipeteerin pärast seda ka kolmandasse kolbi 1 ml lahust.
Kuna biureedireaktsioon on tingitud peptiidsideme esinemisest, siis on ta valkude üldreaktsioon. Leeliselises keskkonnas moodustavad -ioonid valgumolekulidega sinakasvioletse, lühikese ahelaga peptiididega roosa värvusega biureedikompleksi. Kompleksi värvuse intensiivsus sõltub valgu kontsentratsioonist ja vase ioonide hulgast lahuses. Töö käik 1 Valan katseklaasi 1 ml munavalgu lahust. Munavalgu lahus on värvitu. 2 Lisan 1 ml 10%-list lahust ja mõne tilga 1%-list lahust. 3 Loksutan hoolikalt. Lahus muutus violetseks. 4 Jälgisin värvuse muutust. Lahus oli pruunikas. Järeldus Reaktsiooni tulemusena muutus lahus ühtlaselt violetseks, mis annab tunnistust biureedikompleksi tekkimisest lahusesse. See tõestab, et lahuses on 2 või enama peptiidsidet. 1.1.2 Ksantoproteiinreaktsioon (Mulderi reaktsioon) Töö teoreetilised alused Mulderi reaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete olemasolu valgus (teiste
Reaktsiooni tasakaalu nihkumist on lihtne jälgida lahuse värvuse muutumise järgi. Esimese katseklaasi jätan võrdluseks. Teise katseklaasi lisan kaks tilka FeCl 3 lahust, lahus muutub tumepunaseks, järelikult tasakaal nihkub saaduste poole. Kolmandasse katseklaasi lisan kaks tilka NH 4SCN lahust, lahus muutub tumedamaks(kuid siiski jääb heledamaks, kui teine katseklaas), järelikult tasakaal nihkub saaduste poole. Neljandasse katseklaasi lisan tahket NH 4Cl ja loksutan tugevasti, lahus läheb heledamaks, järelikult tasakaal läheb lähteainete poole. Kokkuvõte: Tasakaalu konstant ja katse näitasid mõlemad, et suurendades lähteainete kontsentratsioone, nihkub tasakaal paremale ja suurendades saaduste kontsentratsiooni läheb tasakaal vasakule. Sellega on tõestatud Le Chatelier' printsiip. Eksperimentaalne töö 2 Reaktsioonikiiruse sõltuvus lähteainete kontsentratsioonist ja temperatuurist Töö eesmärk:
Co2+-ioonide tõestamine Võtan 4-5 tilka lahust ja lisan umbse 4 tilka ammooniumtiotsüanaadi küllastatud vesilahust ja 5-6 tilka pentanooli ning lokstutan tugevasti. Lahuse mõlemad kihid värvuvad roosakaslillaks. Selle värvuse peaks andma tetratiotsanatokobaltaat(2-)-ioon. Co2+ + 4SCN- → [Co(SCN)4]2- Kuna aga kihid ei eristu värvi poolest, tähendab see seda, et lahus sisaldab Fe 3+- ioonide jälgi, mis segab tõestust. Sellepärast lisan tahket Na 2HPO4 ja loksutan. Pentanooli kiht värvub siniseks ja ülejäänud lahus aga roheliseks. Seega on Co 2+- ioonide olemasolu lahuses tõestatud. Lahuse (Fe2+, Mn2+, Cr3+, Al3+, Zn2+) analüüs Keedan lahust divesiniksulfiidi liia eraldamiseks. Lisan konts. NaOH lahust liiaga (kokku lahusega võrdse mahuni) ja jahutan lahuse. Oksüdeerimiseks lisan jahtunud lahusele 4-5 tilka 3%-list H2O2 ja keedan 5 minutit. Seejärel tsentrifuugin. Sadestuvad raud(III)hüdroksiid ja mangaan(IV)oksiidhüdroksiid.
terpenoidid. 1.3.1 Rasvapleki proov Kõik lipiidid lahustuvad orgaanilistes lahustites. Lipiidi sisaldava lahuse kandmisel paberile, jääb paberile rasvaplekk, millest paberi läbipaistvus suureneb. Oluline on uurida just kuivatatud proovidega paberit! Töö käik: Võtan kahte katseklaasi 1g erinevat tahket materjali (proov I ja proov II). Mõlemasse katseklaasi lisan 0,5 ml orgaanilist lahustit, milleks on atsetoon. Loksutan ja lasen settida umbes 5 minutit. Võtan klaaspulgaga proovi ja panen filterpaberile. Tulemus: Kuiva paberit vastu valgust vaadates selgus, et I proovi filterpaberile ei jäänud midagi ja II proovi omale jäi rasvaplekk. Järeldus: See tähendab, et II proov sisaldas lipiide. 1.3.2 Emulsioonitest Emulusiooni nimetatakse ka kolloidiks. Kolloidid koosnevad kahest mittesegunevast vedelikust, millest üks on jaotunud mikroskoopiliste tilgakestena teises vedelikus (pidevas faasis) Kuna
1. Esimene katseklaas jääb värvi võrdluseks. 2. Lisan kaks tilka FeCl3 lahust. Lahuse värvus muutub tumedamaks. Tasakaal nihkub paremale ehk saaduste tekkimise suunas. 3. Lisan kaks tilka NH4SCN lahust. Lahus muutub tumedamaks kui esimeses katseklaasis, kuid jääb heledamaks kui teises katseklaasis (muutus on väiksem võrreldes FeCl3 lisamisega), tasakaal nihkub jälle paremale ehk saaduste tekkimise suunas. 4. Lisan tahket NH4Cl ja loksutan tugevasti. Lahuse värvus muutub heledamaks. Tasakaal nihkub vasakule ehk lähteainete suunas. Kokkuvõte: Uurisin tasakaali nihkumist kui muuta FeCl3, NH4SCN ja NH4Cl kontsentratsiooni. EKSPERIMENTAALNE TÖÖ 2 Reaktsioonikiiruse sõltuvus lähteainete kontsentratsioonist ja temperatuurist Töö eesmärk Reaktsioonikiirust mõjutavate tegurite mõju uurimine, reaktsiooni järgu määramine, graafikute koostamine. Sissejuhatus
Mõõdan mõõtesilindriga 250 ml koonilisse kolbi arvutatud koguse vett ja lisan tõmbe all väikese mõõtesilindriga vajaliku koguse kontsentreeritud soolhapet. Sulgen kolvi korgiga ja segan lahust tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Tõmbe all soolhapet mõõtes ja valades kannan kaitseprille! Teen saadud soolhappelahusest viiekordse (5x) lahjenduse. Selleks pipeteerin destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, lisan vett kriipsuni, sulgen korgiga ning loksutan intensiivselt. NB! Pipetid ja büreti loputan eelnevalt töölahusega lahusega, mida hakkan pipeteerima või büretist lisama. Seega 20 ml pipett tõmbe all valmistatud HCl lahusega, bürett NaOH lahusega. See on vajalik selleks, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad pipeti ja büreti seintel ei muudaks mõõdetava lahuse kontsentratsiooni. Soolhappelahuse kontsentratsiooni määramine tiitrimisega.
Sulgen katseklaasi hermeetiliselt nii nagu kontrolli ajal, kuid väldin liigutusi, mis võiksid metallitüki happesse kukutada. Liigutan bürette üles-alla nii, et vee nivood mõlemas büretis oleksid ühes tasapinnas. Märgin võimalikult täpselt üles näidu büretilt (V1). Näidu lugemisel on mu silm samal tasapinnal vee nivooga ning näidu võtan meniski kaare madalaimalt kohalt. V1 = 1,4 ml Katseklaasi järsult liigutades kukutan metallitüki happesse. Loksutan, et paber võimalikult rohkem avaneks ja jälgin, kuidas reaktsioon algab ning vee nivoo bürettides muutub. Reaktsiooni lõppedes lasen eraldunud vesinikul 2-3 minutit jahtuda, jälgides, et vee nivoo püsiks enam-vähem paigal. Lõpuks liigutan bürette üles-alla nii, et vee nivood mõlemas büretis oleksid jällegi silma järgi ühes tasapinnas ja loen samalt büretilt uue nivoo näidu (V2). V2 = 7,8 ml Fikseerin õhurõhu ja temperatuur laboris
DNA migreerub raku sisse. Tõstame tuubi 5minutiks jääle jahutma Järgneb elustamisefaas. Selleks lisame 500 µl vedelat LB söödet ja inkubeerime 30 minutit 37 kraadi juures. Tsentrifuugime bakterid põhja Eemaldame sööte bakterite pealt Suspendeerin, et tekiks ühtlane lahus Kannan bakterisegu Petri tassile. Kallan klaasterad tassile ja loksutan et bakterid laiali kanduksid. Asetame tassid 37 kraadi juurde kasvama . Mida ja miks me transformeerime? Millist tulemust ootad? Viime enda vaheplasmiidi bakterisse, et see paljuneks ja et tekiksid kolooniad. Vastavalt valged ja sinised. Meie tahame valgeid kolooniaid saada. Milleks lisasime antibiootikumi? Mis oleks saanud kui oleksime lisanud tertatsükliini? Selleks, et meie plasmiidis oli ampitsiliini resistentsussait. Kui lisame seda
liitumisreaktsiooni tõttu momentaalselt värvituks. Töö käik · Kolme puhtasse ja kuiva katseklaasi valasin igasse 2 ml erineva lipiidi lahust orgaanilises lahustis. Esimesse katseklaasi valasin palmitiinhappe, teise katseklaasi valasin oliivõli ning kolmandasse katseklaasi valasin searasva lahuseid. · Kõikidesse katseklaasidesse lisasin tilkhaaval võrdse koguse (~ 5 tilka) broomi lahust kloroformis (triklorometaanis) · Loksutan katseklaase. Vaid esimeses katseklaasis ei kadunud broomile iseloomulik pruun värvus, kui teistes katseklaasides kadus. Järeldus Katseklaasis, kus oli palmitiinhape, ei kadunud broomile iseloomulik pruun värvus ära, mis tõendab, et lahus katseklaasis sisaldas küllastunud rasvhappeid. Katseklaasides, kus olid oliivõli ja searasva lahused, muutusid lahused värvituks, mis tõendab, et antud lahused sisaldasid küllastumata rasvhappeid. 1.3
(Tekkinud värvuse ja selle intensiivsuse põhjal) Kuna aluselises keskkonnas moodustus Cu2+-ioonidega violetne kompleks see tõestab olemasolu lahuses kaks või enam peptiidsidemeid. 1.1.2. Ksantoproteiinreaktsioon (Mulderi reaktsioon) Mulderi reaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete (Tyr,Trp,Phe) olemasolu valgus. Töö käik Katseklaasi valasin 1 ml munavalgu lahust ja lisan 5-6 tilka kontsentreeritud HNO3. Reaktsioonisegu loksutan ja soojendan kuni tekkinud valge sade värvub kollaseks. Seejärel segu jahutasin, lisasin NH4OH lahust kuni ammoniaagi lõhna ilmumiseni ja loksutasin hoolikalt. Tulemus ja järeldus Pärast munavalgu ja kontsentreeritud lämmastikhape segamist tekkis valge sade see tähendab, et valk sadestus ja pöördumatult denatureeris. Soojendamise ajal lahuse värvus muutus kollaseks see tähendab, et toimus aromaatsete tuumade nitreerumine.
happelisuse tõttu tekib pikapeale monosahhariidide vabanemine. Suhkrud dehüdreeruvad väävelhappe toimel ning moodustavad , kas furaale või 5-hüdroksümetüülfuraale, edasi reageerivad need -naftooliga, moodustub violetne (purpur) kiht lahuse ja happe piirile. Töö käik: Valasin ühte katseklaasi 2ml tärklise lahust ja teise 2ml laktoosi lahust. Lisasin mõlemasse katseklaasi 5 tilka Molisch'i reaktiivi (-naftooli lahus alkoholis), loksutan katseklaase. Lisasin katseklaasi kaldus hoides mõlemasse klaasi 1ml väävelhapet. NÜÜD EI TOHI ENAM LOKSUTADA (hape ja proov ei tohi seguneda). Tärklisega katseklaasis muutus segu alumine lahuse osa roheliseks ning piirpinnal oli purpurjas kiht. Laktosiga klaasis oli alumine osa samuti roheline kuid piirpind oli lillakam. Järeldus: Selle katsega sai tõestatud, et tärklis ja laktoos on süsivesikud (sahhariidid) 1.2.2 Osasoonide saamine
tekkinud [CoCl4]2- komplekside tõttu. 4.3 1. Töö eesmärk o Vaadelda, mis juhtub kui etanooli, milles on lahustatud Co(NO3)2 x 6H2O ja NaCl kristallid, kuumutada ning seejärel uuesti jahutada. 2. Kasutatud mõõteseadmed, töövahendid ja kemikaalid Töövahendid: Katseklaas. Kasutatud ained: Co(NO3)2 x 6H2O, etanool, NaCl. 3. Töö käik Etanooli, milles on lahustatud Co(NO3)2 x 6H2O ja lisatud NaCl kristalle loksutan seni kuni NaCl on lahustunud. Seejärel kuumutasin katseklaasi vesivannis ja jahutasin kraaniveega. 4. Katseandmed Kuumutades tekkis ilus läbipaistev lilla lahus, jahutades muutus lahus heleroosaks tagasi. 5. Katseandmete töötlus ja tulemuste analüüs Algselt oli mul heleroosa lahus, seda põhjusel, et etanooli lisatud Co(NO3)2 x 6H2O kristallide lahustumisel oli tekkinud lahusele roosat värvust andev [Co(H2O)6]2+ kompleksioon.
annaabi.ee 
