(Fe2+Fe3+) ja on detekteeritav lainepikkusel 410 nm. Reaktsioon kulgeb pH 6 juures. Töö käik Eelnevalt valmistatakse tööreaktiiv (25 ml): · 2,5 mg glükoosi oksüdaasi · 1,5 mg peroksüdaasi · 16,6 ml 0,2 M fosfaatpuhvrit, pH 6,0 · K4[Fe(CN)6] 0,1% lahust koguses, mis on vajalik kolvi täitmiseks kuni lõppmahuni Uuritava lahuse ettevalmistamine · Prooviks kasutatakse pressitud apelsinimahla · Lahuseks võetakse 0,5 ml mahla, pipeteeritakse see 200ml mõõtekolbi ja täidetakse jooneni destilleeritud veega (400x lahjendus). · Mahlalahusest eemaldatakse filtrimise teel viljaliha. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimisgraafiku koostamiseks. Koostatakse kaliibrimisgraafik, mis seob glükoosi kontsentratsiooni lahuse absorptsiooniga ehk optilise tihedusega 410 nm juures. · Võetakse 1,0 mg/ml glükoosi lahus · Valmistatakse sellest 3 eri kontsentratsiooniga lahust destilleeritud vees: 0,25; 0,125 ja
vesivannile asetamist. 10 minuti mõõdudes oli liha värvus muutunud heleroosast beezikaks. Seejärel viia nii toore kui ka kuumutatud liha proov 50 ml vee abil koonilisse kolbi. Kolvid sulgeda korkidega ja loksutada 10 min. Saadud vesiekstraktid filtrida läbi paberfiltri kahte koonilisse kolbi. Katsed toorest ja termiliselt töödeldud lihast väljaekstraheerunud valkude koguse võrdlemiseks. Katse 1 Võetakse 2 katseklaasi, ühte pipeteeritakse 5 ml kuumutatud liha ekstrakti, teise 5 ml toore liha ekstrakti. Mõlemasse katseklaasi pipeteeritakse 1 ml 20%-list sulfosalitsüülhappe lahust, loksutatakse ja lastakse valkudel 10 min jooksul sadeneda. Sademe hulga hindamine: kuumutatud liha ekstraktil sadet ei tekkinud, toorel lihal tekkis sade. Kuumutatud liha ekstraktil ei tekkinud sadet kuna kuumutamisel valgud denatureerusid. Katse 2
otsustasin selle kaalutis edasi töötada. Uue kaalu korral oli vaja võtta puhverlahust (boraatpuhver, pH=8,4) 6 ml. Paraku valasin seda graduleeritud katseklaasi liiga palju ning sain 10 ml lahust. Järjekordsel konsulteerimisel õppejõuga otsustasin jätkata väiksema kontsentratsiooniga lahusega. Kontsentratsioon pidi olema 2 mg/ml, minu katses oli 1,2 mg/ml. Edasi tehakse ettevalmistusi ensüümireaktsiooniks. 50 ml katseklaasi pipeteeritakse 25 ml 2%-list kaseiini lahust (substraat). Katseklaasile pannakse peale kork ning asetatakse see vesitermostaati 510 minutiks soojenema. Samal ajal võetakse 4 kuiva katseklaasi, nummerdatakse need ning pipeteeritakse igaühte 3 ml 5%-list TKÄ lahust. Kui kaseiini lahus on soojenenud, alustatakse ensüümireaktsiooni kaseiini hüdrolüüsi. Kaseiinile pipeteeritakse juurde 1 ml valmistatud alkalaasi töölahust. Reaktsioonisegu loksutatakse läbi. Fikseeritakse reaktsiooni alguse kellaaeg.
mg ning pärast õppejõuga konsulteerimist otsustasin selle kaalutis edasi töötada. Uue kaalu korral oli vaja võtta puhverlahust (boraatpuhver, pH=8,4) 6 ml. Paraku valasin seda graduleeritud katseklaasi liiga palju ning sain 10 ml lahust. Järjekordsel konsulteerimisel õppejõuga otsustasin jätkata väiksema kontsentratsiooniga lahusega. Kontsentratsioon pidi olema 2 mg/ml, minu katses oli 1,2 mg/ml. Edasi tehakse ettevalmistusi ensüümireaktsiooniks. 50 ml katseklaasi pipeteeritakse 25 ml 2%-list kaseiini lahust (substraat). Katseklaasile pannakse peale kork ning asetatakse see vesitermostaati 5-10 minutiks soojenema. Samal ajal võetakse 4 kuiva katseklaasi, nummerdatakse need ning pipeteeritakse igaühte 3 ml 5%-list TKÄ lahust. Kui kaseiini lahus on soojenenud, alustatakse ensüümireaktsiooni – kaseiini hüdrolüüsi. Kaseiinile pipeteeritakse juurde 1 ml valmistatud alkalaasi töölahust. Reaktsioonisegu loksutatakse läbi
glükoosilahust kontsentratsiooniga 0,25 mg/ml, mida seejärel lahjendaks 2 korda ning saadud teist lahjendust omakorda 2 korda. Iga lahust tuleb peale vee lisamist hoolega loksutada. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsioon viiakse läbi toatemperatuuril. Selleks nummerdatakse 6 kuiva ja puhast katseklaasi. 0-proov viiakse läbi destilleeritud veega. Uuritava lahusega tehakse kaks paralleelkatset. Iga glükoosilahusega üka katse. Katseklaasi nr1 pipeteeritakse 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov). Katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteeritakse 1 ml uuritavat lahust (2 paralleelproovi). Katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteeritakse igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi pipeteeritakse 3 ml tööreaktiivi ja loksutatakse saavutamaks ühtlane konsentratsioon. Fikseeritakse reaktsiooni algusaeg ja katseklaase hoitakse 20 minutit toatemperatuuril, et jõuaksid toimuda reaktsioonid, mille tulemusel glükoosi
paberfiltrid, spektromeeter, vesitermostaat, kvartskvürett. Töö käik: Valmistatakse uuritava proteaasi lahus ensüümile sobiva pH väärtusega puhvris. Selleks kaalutakse analüütilisel kaalul 0,0051 g ensüümipreparaati, milleks oli alkalaas, ja seejärel viiakse kvantitatiivselt 5 ml mõõtekolbi. Lisatakse väike kogus boraatpuhvrit ja loksutatakse, kuni ensüüm on lahustunud. Seejärel täidetakse kolb puhverlahusega märgini. Võetakse 50 ml mahuga katseklaas, kuhu pipeteeritakse 25 ml sobiva pH väärtusega 2% kaseiini lahust ja asetatakse vesitermostaati 30 oC juures umbes 5-10 minutiks soojenema. Siis võetakse 4 kuiva katseklaasi pipeteeritakse igaühte 3 ml 5% TKÄ lahust. TKÄ-d kasutan, kuna see ühtlasi inaktiveerib ensüümi ja peatab hüdrolüüsireaktsiooni. Kui kaseiini lahus on 30 oC-ni soojenenud, alustatakse kaseiini hüdrolüüsi. Selleks pipeteeritakse kaseiinile juurde 1 ml alkalaasi lahust, loksustatakse ja fikseeritakse aeg kella järgi
Selle hüdrolüüsil uuritava invertaasi preparaadi toimel ja vabanenud taandavate suhkrute glükoosi ja fruktoosi summaarse kontsentratsiooni määramisel reaktsioonisegus põhinebki invertaasi aktiivuse määramise meetod. Töö käik · Invertaasi preparaat, mis kaalutakse analüütilisel kaalul, lahjendatakse atsetaatpuhvriga (pH 4,8) 1 : 50. (0,02 ml preparaati ja u 10 ml atsetaatpuhvrit). Loksutatakse hoolikalt ühtlase segu tekkimiseni. · 50 ml katseklaasi pipeteeritakse 25 ml substraati ( 7 % sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH 4,8) ja kaetakse korgiga. · Katseklaas asetatakse omakorda vesitermostaati 30 kraadi juurde u 5-10 minutiks. · Samal ajal pipeteeritakse kolme koonilisse 250 ml kolbi 10 ml komplekslahust. · Kui termostaadis olev lahus on saavtunad soovitava temperatuuri lisatakse substraadile 1 ml uuritavat invertaasi töölahust, loksutatakse ja fikseeritakse reaktsiooni algusaeg.
kontsentratsioon kindlatel aegadel reaktsioonisegust võetud proovides. Töö käik Ensüümipreparaadist töölahuse valmistamine · Uuritava proteaasi lahusena kasutatakse alkalaasi (leelisproteaas, pH 8,4) · Alkalaasi kaaluti analüütilisel kaalul 7,6 mg (soovitatav oli 7,5 mg) ja tehti sellest 5 ml lahust boraatpuhvris (pH 8,4) · Lahus tehakse 10 ml graduleeritud katseklaasi Ensüümireaktsiooni läbiviimine · Võetakse 50 ml katseklaas, kuhu pipeteeritakse 25 ml 2% kaseiini lahust pH 8,4 juures · Klaas kaetakse korgiga ja asetatakse vesitermostaati 30 kraadi juurde 10 minutiks · Võetakse 4 kuiva katseklaasi ja nummerdadakse · Igaühte pipeteeritakse 3 ml 5% TKÄ lahust · 10 min möödudes pipeteeritakse kaseiinile juurde 1 ml valmistatud proteaasi lahust, reaktsioonisegu loksutatakse ja asetatakse termostaati tagasi. Fikseeritakse reaktsiooni alguse aeg
Invertaasi aktivsuse leitakse kasutades valemi: kus: C1 taandavate suhkrute sisaldus aja hetkel T võetud proovis, mg C2 taandavate suhkrute sialduse 0 proovis, mg V1 hüdrolüüsisegu üldmaht, ml 1000 tegur üleminekuks mikrogrammidele T hüdrolüüsi kestus, s 180 glükoosi moolmass V2 proovi maht taandavate suhkrute määramiseks, ml V3 uurimiseks võetud invertaais lahuse maht, ml. Töö käik. 1. 100 ml koonilisse kolbi pipeteeritakse 25 ml 7%- list sahharoosi lahust, mille ph on 4,8 (reguleeritud atsetaatpuhvri abil). Lahus asetatakse vesitermostaati 30ºC juurde soojenema (5- 10 min). Tehakse ka uuritav invertaasi lahus. selleks kaalutakse 0,0208 g tahket invertaasi ja lahustatakse seda atsetaatpuhvris 5 ml-ni (pH = 4,8). 2. Kolme koonilisse kolbi mahuga 250-300 ml pipeteeritakse 10 ml komplekslahust. 3. 5-10 min. pärast sahharoosi lahusele lisatakse 0,5 ml uuritavat invertaasilahust
kaliibrimissirget leitakse absorbtsiooni väärtuste järgi türosiini kontsentratsioon kindlatel aegadel reaktsioonisegust võetud proovides. Töö käik Ensüümipreparaadist töölahuse valmistamine • Uuritava proteaasi lahusena kasutatakse alkalaasi. • Alkalaasi kaaluti analüütilisel kaalul 17,9 mg ja tehti sellest 5 ml lahust boraatpuhvris (pH 8,4) gradueeritud katseklaasi Ensüümireaktsiooni läbiviimine • Võetakse 50 ml katseklaas, kuhu pipeteeritakse 25 ml 2% kaseiini lahust pH 8,4 juures • Klaas kaetakse korgiga ja asetatakse vesitermostaati 30 kraadi juurde 10 minutiks • Võetakse 4 kuiva 20 ml katseklaasi ja nummerdadakse • Igaühte pipeteeritakse 3 ml 5% TKÄ lahust • 10 min möödudes pipeteeritakse kaseiinile juurde 1 ml valmistatud proteaasi lahust, reaktsioonisegu loksutatakse ja asetatakse termostaati tagasi. Fikseeritakse reaktsiooni alguse aeg
esti ning jäetakse seisma vähemalt 48 tunniks (veel parem nädalaks), segu vahetevahel eksid tihedalt suletud. Kolbe pole vaja termostateerida, sest antud reaktsiooni tasakaalu jäetakse eraldi riiulile seisma. Kuna reaktsiooni tasakaal nihkub aeglaselt, on Reageerivad segud tiitritakse kõige varem 48 tunni möödudes, veel pare nädala või täpne kontsentratsioon fikseeritakse pudelilt) fenoolftaleiini juuresolekul. mise teel. Selleks võtetakse ja kaalutakse kuiv kaaluklaas. Pipeteeritakse sinna 5 ml 3 M e tühjaks voolata otse kaaluklaasi. Seejärel pipeteeritakse sinna samapalju etüületanaati miseks ja kaalutakse uuesti. Järgmiseks pipeteeritakse sinna lisaks niipalju vett kui võeti ahustes pipeteeritakse eraldi 100 ml mahuga kolbi 5 ml 3 M HCl lahust ja tiitritakse kohe uresolekul. Kui esimese tiitrimisega ei õnnestu tabada täpset ekvivalentpunkti, tehakse ktiivsuste urdude xi ne küllalt lüsaatori oni puhul tusi saab uutne 3 M HCl etevahel
vesi), loksutasin. Seejärel lahjendasin seda glükoosilahust 2 korda (5 ml esimene lahus + 5 ml dest. vesi), loksutasin. Saadud teist lahjendust lahjendasin veel 2 korda (5 ml teine lahus + 5 ml dest. vesi), loksutasin. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsioon tööreaktiiviga viiakse läbi katseklaasides toatemperatuuri juures. Selleks on vaja 6 puhast, kuiva ja nummerdatud katseklaasi. Katseklaasi nr 1 pipeteeritakse 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov). Katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteeritakse 1 ml uuritavat lahust (2 paralleelproovi). Katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteeritakse igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust, mis valmistati ülalkirjeldatud viisil. Igasse katseklaasi pipeteeritakse 3 ml tööreaktiivi ja loksutatakse kohe, et saavutada ühtlast kontsentratsiooni. Tööreaktiivil tuleb enne kasutamist lasta
Arvutus. Hemoglobiini hulk loetakse katseklaasi skaalalt vedelikunivoo alumise meniski järgi. Tänapäeval on ühikuks g/l. Tulemus: Mina sain oma katses hemoglobiini hulgaks 167 g/l. Järeldus: Hemoglobiini norm naistel 115-150 g/l, meestel 130-165 g/l. Minu katse tulemus ületab veidi meeste ülemise piiri. Võimalik, et tegin midagi ebatäpselt. ERÜTROTSÜÜTIDE HULGA MÄÄRAMINE KAMBERMEETODIL Määramise käik. Kuiva katseklaasi pipeteeritakse 4 ml 3%-list keedusoola lahust ning lisatakse kapillaarpipetiga 20 l verd, mis puhutakse ettevaatlikult keedusoola lahusesse. Saadakse vere lahjendus 1:200. Katseklaas suletakse korgiga ja loksutatakse. Lugemiskambrile asetatakse katteklaas, kusjuures viimast ei tohi kambrile tugevasti suruda. Katseklaasist võetakse ümmarguse otsaga klaaspulga abil lahjendatud verd ja täidetakse kamber nii, et kogu võrgustik oleks kaetud vedelikuga
Selleks pannakse katseklaaside statiivi 6 puhast ja kuiva katseklaasi. Asjalik on ka katseklaasid markeriga ära märkida. Kontrollkatse, mis näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni, viiakse destilleeritud veega. Uuritava lahusega tehakse kaks paralleelkatset, glükoosi standardlahusest valmistatud lahjendustega igaühega üks katse: · Katseklaasi nr 1pipeteeritakse 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov) · Katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteeritakse 1 ml uuritavat lahust (paralleelproovid) · Katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteeritakse igasse 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust, mis on eelnevalt kirjutatud viisil valmistatud. · Igasse katseklaasi pipeteeritakse 3 ml tööreaktiivi ja loksutatakse kohe, et saavutada ühtlast kontsentratsiooni. · Kohe peale tööreaktiivi lisamist fikseeritakse aeg ja katseklaase hoitakse 20 minutut toatemperatuuril
· Võeti 50ml mahuga katseklaas, kuhu pipeteeriti 25ml substraati, milleks on 7% sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH = 4,8. Katseklaasile pannakse kork ning asteatakse 10 minutiks vesitermostaati 30±1C juurde. · Võeti kolm 250ml koonilist kolbi, kuhu pipeteeriti 10ml komplekslahust. · Kui substraat saavutas termostaadis õige temperatuuri lisatakse 0,5ml uuritavat töölahust, loksutatakse läbi ja pipeteeritakse kiiresti 0,5ml töölahust ühte komplekslahusega kolbi ning käivitatakse stopper. · 10 ja 20 minuti pärast pipeteeritakse ülejäänud kahte koonilisse kolbi 0,5ml töölahust. · Koonilsi kolbe keeta elektripliidil püstjahutiga 10min alates keema mineku hetkest ning lõpetada keetmine lisades 150ml destileeritud vett. · Kõikidesse kolbidesse lisada indikaatorina kolm tilka mureksiidi vesilahust, mis annab kolvis olevale lahusele violetse tooni.
Tiitrimiseks kulunud CuSO4 hulga järgi leitakse kaliibrimissirgelt taandavate suhkrute kontsentratsioon reaktsioonisegus. Invertaasi aktiivsus avaldatakse mikrokatalites 1ml ensüümilahuse kohta. Töö käik · Ensüümipreparaadist töölahuse valmistamine o invertiini lahust võetalse 0,4ml o invertiini lahjendatakse 25x (kokku lahust 10ml) o lahustiks kasutatakse atsetaatpuhvrit pH 4,8 · Ensüümireaktsiooni läbiviimine o 50ml katseklaasi pipeteeritakse 25ml substraati (7% sahharoos atsetaatpuhvris) o katseklaas varustatakse korgiga o katseklaas 10 minutiks vesitermostaati 30 kraadi juurde soojenema o võetakse 3 250ml koonilist kolbi, kuhu pipeteeritakse 10ml komplekslahust o 10min pärast lisatakse substraadile 0,5ml invertaasi töölahust, loksutatakse läbi ja asetatakse tagasi termostaati o kohe pärast segu läbiloksutamist võetakse sellest 1ml lahust ja viiakse ühte
Kaalun ensüümi analüütilisel kaalul; invertaasi kaalutiseks on 0,0103 g. Viin invertaasi ilma kadudeta gradueeritud katseklaasi mahuga 10 ml. Lisan ensüümile 5 ml (mõõtmine toimub silma järgi) atsetaatpuhvrit pH väärtusega 4,8. Segan katseklaasi sisu hoolikalt viie minuti vältel klaaspulgaga. Tulemuseks on hägune invertaasi lahus. Sahharoosi hüdrolüüs Töös on substraadina kasutusel sahharoosi 7%-line lahus puhvris (atsetaatpuhver pH väärtusega 4,8). 50 ml katseklaasi pipeteeritakse 25 ml sahharoosi lahust. Katseklaas varustatakse korigiga ja asetatakse vesitermostaati kümneks minutiks 30 °C juurde soojenema. Samal ajal võetakse kolm 250 ml koonilist kolbi. Igasse pipeteeritakse 10 ml sinise värvusega komplekslahust. Meie töös on kasutusel tugevalt aluselise reaktsiooniga lahus, mis sisaldab vask(II)triloon B kompleksi. Kui sahharoos on 10 minutit soojenenud, võetakse katseklaas termostaadist välja, lisatakse sellele
Analüütilistel kaaludel kaalutakse sobiva suurusega kaaluklaasi vajalik kogus ensüümipreparaati ja viiakse kadudeta gradueeritud katseklaasi. Lisatakse väike kogus puhverlahust ja segatakse klaaspulgaga u 5 min kuni ensüüm on lahustunud. Seejärel täidetakse klaas puhverlahusega ettenähtud mahuni (20 ml) ja loksutatakse läbi, et ensüümi kontsentratsioon lahuses ühtlustuks. Ensüümireaktsiooni (kaseiini hüdrolüüsi) läbiviimine · Võetakse 50 ml mahuga suur katseklaas, kuhu pipeteeritakse 25 ml 2%-list kaseiin lahust. Klaas kaetakse korgiga ja asetatakse vesitermostaati 30 °C juurde umbes 7 minutiks soojenema. · Võetakse 4 kuiva normaalmõõdus (20 ml) katseklaasi ja nummerdatakse. Igaühte pipeteeritakse 3 ml 5%-list TKÄ lahust. · Kui kaseiini lahus on 30 °C-ni soojenenud, alustatakse ensüümireaktsiooni kaseiini hüdrolüüsi. Selleks pipeteeritakse kaseiinile juurde 1 ml valmistatud proteaasi töölahust,
Töövahendid. Bürett, 5-ml pipett, 2-ml pipett, 1-ml pipett, neli 50-ml mahuga korgiga suletavat kuiva kolbi, kaaluklaas. Reaktiivid. ~0,5 M NaOH lahus (täpne kontsentratsioon pudelil), ff indikaator, etüületanaat (etüülatsetaat), 3 M HCl lahus, 100%ne etaanhape (jää-äädikhape), absoluutne etanool, destilleeritud vesi. 1 Avaldatakse ka moolimurdude järgi, sel juhul kasutatakse molaarse kontsentratsiooni asemel moolimurdusid Katse käik: Kahte 50-m1 mahuga täiesti kuiva kolbi pipeteeritakse esimene segu 5 ml 3 M HCl + 5 ml vett (ainult soolhape ja vesi, st "taustaained" kaheks paralleelkatseks) Järgmisse kahte 50-m1 mahuga korgiga suletavasse täiesti kuiva kolbi valmistada vastavalt praktikumi juhendaja korraldusele üks järgmistest segudest: e) 5 ml 3 M HCl + 4 ml etüületanaati + 1 ml etanooli Need kaks kolbi, milles on reageeriv segu, suletakse kiiresti ning jäetakse seisma vähemalt 48 tunniks (veel parem nädalaks), segu vahetevahel loksutades
lagunevad termiliselt: Ca(HCO3)2 CaCO3 + CO2 + H2O Mg(HCO3)2 Mg(OH)2 + 2CO2 Ja sadestuvad raskesti lahustuvate ühenditena CaCO3 ja Mg(OH)2 mis ongi katlakivi. Püsiv karedus on põhjustatud tugevate hapete, s.o. peamiselt soolhapete ja väävelhappe kaltsiumi ja magneesiumsooladest CaSO4; CaCl2; MgSO4; MgCl2 need ei kõrvaldu vee keetmisel. Püsiva ja mööduva kareduse summa annab vee üldkareduse. Mööduva kareduse määramiseks pipeteeritakse keeduklaasi 100 cm3 vett, lisatakse 3 4 tilka indikaatorit metüüloranzi ja tiitritakse 0,1 n soolhappega kuni punase värvuseni. Esimese värvi muutumise korral tiitrida edasi väga ettevaatlikult tilga kaupa. Teha kaks määramist. a ×1000 × n Arvutus: = mg ekv/l 100 a1- tiitrimisel kulunud soolhappe kogus ml n1- soolhappe normaalsus Lisasime 2,2 ml HCl - i
Tööl on praktiline tähtsus iga keemilise sünteesi jaoks, kus on vaja teada teoreetilist saagist antud lähteainete kontsentratsiooni puhul. Arvutusi saab teha teades vastava reaktsiooni tasakaalukonstanti, eeldades, et aeg on küllaldane tasakaalu saavutamiseks. 1 Avaldatakse ka moolimurdude järgi, sel juhul kasutatakse molaarse kontsentratsiooni asemel moolimurdusid Töö käik. NB! Iga reaktiivi jaoks on eraldi pipett. Kahte 50-m1 mahuga täiesti kuiva kolbi pipeteeritakse esimene segu 5 ml 3 M HCl + 5 ml vett (ainult soolhape ja vesi, st "taustaained" kaheks paralleelkatseks) Järgmisse kahte 50-m1 mahuga korgiga suletavasse täiesti kuiva kolbi valmistada vastavalt praktikumi juhendaja korraldusele üks järgmistest segudest: c) 5 ml 3 M HCl + 3 ml etüületanaati + 2 ml vett Need kaks kolbi, milles on reageeriv segu, suletakse kiiresti ning jäetakse seisma vähemalt 48 tunniks (veel parem nädalaks), segu vahetevahel loksutades
Lahustina kasutatakse atsetaatpuhvrit, mille pH = 4,8. Juhendaja etteantud andmetel tuli töölahust valmistada 5 ml, ehk teha vedelast invertiinist 50-kordne lahjendus. Automaatpipeti abil võtsin 100l invertiini ning lisasin 5-ml kriipsuni atsetaatpuhvrit. Sulgesin katseklaasi korgiga ning loksutasin, et kontsentratsioon ühtlustuks Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine · Võetakse 50 ml mahuga katseklaas, kuhu pipeteeritakse 25 ml substraati (7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvris), katseklaas suletakse korgiga ja jäetakse vesitermostaati ~30 juurde soojenema. · Võetakse kolm 250 ml mahuga koonilist kolbi, kuhu pipeteeritakse 10 ml komplekslahust. Kolbidesse viiakse reaktsioonisegust erinevatel aegadel proove, et neis määrata taandavate suhkrute sisaldus. · Kui substraat on termostaadis saavutanud ~30, lisatakse sellele 1 ml
kompleksis sisalduv Cu(II) Cu(I)-ks, moodustades Cu2O, mis eraldub reaktsioonisegust punase sademena ja lahusesse jääb ekvivalentses koguses vaba triloon B. Reaktsioonil vabanenud triloon B määratakse tiitrimisel 0,02 M vasksulfaadi lahusega, kasutades indikaatorina mureksiidi vesilahust. Invertaasi aktiivsus avaldatakse mikrokatalites 1 ml ensüümilahuse kohta. (µkat/ml). Töö käik 1. Sahharoosi hüdrolüüsi läbiviimiseks võetakse 50 ml katseklaas, kuhu pipeteeritakse 25 ml 7%- list sahharoosi lahust(substraati), mille pH on 4,8 (reguleeritud atsetaatpuhvri abil). Lahus asetatakse vesitermostaati 30ºC juurde soojenema (5-10 min). Tehakse ka uuritav invertaasi lahus. selleks kaalutakse 0,025 g tahket invertaasi ja lahustatakse seda atsetaatpuhvris 5 ml-ni (pH = 4,8). Ensüümi kontsentratsioon lahuses tahkel preparaadil on 5mg/ml kohta. 2. Valmistati ette kolvid taandavate suhkrute sisalduse määramiseks
kaaluklaas. 1 Avaldatakse ka moolimurdude järgi, sel juhul kasutatakse molaarse kontsentratsiooni asemel moolimurdusid Reaktiivid. ~0,5 M NaOH lahus (täpne kontsentratsioon pudelil), ff indikaator, etüületanaat (etüülatsetaat), 3 M HCl lahus, 100%ne etaanhape (jää-äädikhape), absoluutne etanool, destilleeritud vesi. Katse käik. NB! Iga reaktiivi jaoks on eraldi pipett. Kahte 50-m1 mahuga täiesti kuiva kolbi pipeteeritakse esimene segu 5 ml 3 M HCl + 5 ml vett (ainult soolhape ja vesi, st "taustaained" kaheks paralleelkatseks) Järgmisse kahte 50-m1 mahuga korgiga suletavasse täiesti kuiva kolbi valmistada vastavalt praktikumi juhendaja korraldusele segu: d) 5 ml 3 M HCl + 2 ml etüületanaati + 3 ml vett Need kaks kolbi, milles on reageeriv segu, suletakse kiiresti ning jäetakse seisma vähemalt 48 tunniks (veel parem nädalaks), segu vahetevahel loksutades. Auramise vältimiseks on oluline,
Arvutusi saab teha teades tasakaalukonstanti, eeldades, et reaktsiooni aeg on küllaldane tasakaalu saavutamiseks. Aparatuur. Bürett, 5-ml pipett, 4 50-ml mahuga lihvitud klaaskorgiga suletavat kolbi, kaaluklaas. Reaktiivid. ~0,5 M NaOH lahus (täpne kontsentratsioon pudelil), ff indikaator, etüületanaat (etüülatsetaat), kontsentreeritud HCl, 100-% etaanhape (jää-äädikhape), absoluutne etanool. Katse käik. Kahte 50-m1 mahuga klaaskorgiga suletavatesse täiesti kuiva kolbi pipeteeritakse esimene segu 5 ml 3 M HCl + 5 ml vett (ainult soolhape ja vesi, st "taustaained" kaheks paralleelkatseks) Järgmisse kahte 50-m1 mahuga klaaskorgiga suletavatesse täiesti kuiva kolbi valmistada segu: d) 5 ml 3 M HCl + 2 ml etüületanaati + 3 ml vett Need kaks kolbi, milles on reageeriv segu, suletakse kiiresti ning jäetakse seisma vähemalt 48 tunniks (veel parem nädalaks), segu vahetevahel loksutades. Auramise vältimiseks on oluline, et lihvid oleksid tihedalt suletud
Arvutusi saab teha teades tasakaalukonstanti, eeldades, et reaktsiooni aeg on küllaldane tasakaalu saavutamiseks. Aparatuur. Bürett, 5-ml pipett, 4 50-ml mahuga lihvitud klaaskorgiga suletavat kolbi, kaaluklaas. Reaktiivid. ~0,5 M NaOH lahus (täpne kontsentratsioon pudelil), ff indikaator, etüületanaat (etüülatsetaat), kontsentreeritud HCl, 100-% etaanhape (jää-äädikhape), absoluutne etanool. Katse käik. Kahte 50-m1 mahuga klaaskorgiga suletavatesse täiesti kuiva kolbi pipeteeritakse esimene segu 5 ml 3 M HCl + 5 ml vett (ainult soolhape ja vesi, st "taustaained" kaheks paralleelkatseks) Järgmisse kahte 50-m1 mahuga klaaskorgiga suletavatesse täiesti kuiva kolbi valmistada segu: e) 5 ml 3 M HCl + 4 ml etüületanaati + 1 ml etanooli Need kaks kolbi, milles on reageeriv segu, suletakse kiiresti ning jäetakse seisma vähemalt 48 tunniks (veel parem nädalaks), segu vahetevahel loksutades. Auramise vältimiseks on oluline, et lihvid oleksid tihedalt suletud
17. Lb. Lactis T6 grupeerunud tüved, kepikeste ahelad, tihe võrgustik. 18. L. Mesentereoides subsp. Mesenteroides T13 gram- positiivne, väga tihe tüvede võrgustik. Kepikesed. 19. L. Pseudomesenteroides T14 kepikeste võrgustik, paiknevad suhteliselt hõredalt. 20. Lb. Plantarum T15 Gram-positiivne. Tüved kepikestena. 1 Bakterite genotüüpide uurimine rep-PCR meetodiga Uuritavad tüved on vedelsöötmes ette kasvatatud. 1 ml rakususpensiooni pipeteeritakse 1,5 ml Eppendorfidesse ja seejärel tsentrifuugitakse 10 minutit. Seejärel supernatant eemaldatakse ja biomass suspendeeritakse 500 l puhvris. Loksutatakse ja segatakse Vortexil. Iga kultuuri puhul kasutatakse uut pipetiotsikut. Rep-PCR viiakse läbi eelnevalt valmistatud Mastermixi segu kasutades. Mastermixi segu jaotatakse PCR katsutitesse. Igasse katsutisse lisatakse 1 l kultuurisuspensiooni ja kontrollproovi pipeteeritakse 1 l MilliQ vett. Proovid
Termophilus- tihe kogumite võrgustik Lb. Plantarum-kepikestest moodutunud kogumid, mõned neist paiknevad üksikult Lb. Lactis- moodustunud üksikud väiksemad kogumid, ümarad 3. Bakterite genotüüpide uurimine rep-PCR meetodiga Uuritavad tüved on vedelsöötmes ette kasvatatud. 1 ml rakususpensiooni pipeteeritakse 1,5 ml Eppendorfidesse ja seejärel tsentrifuugitakse 10 minutit. Seejärel supernatant eemaldatakse ja biomass suspendeeritakse 500 l puhvris. Loksutatakse ja segatakse Vortexil. Iga kultuuri puhul kasutatakse uut pipetiotsikut. Rep-PCR viiakse läbi eelnevalt valmistatud Mastermixi segu kasutades. Mastermixi segu jaotatakse PCR katsutitesse. Igasse katsutisse lisatakse 1 l kultuurisuspensiooni ja kontrollproovi pipeteeritakse 1 l MilliQ vett. Proovid
reaktsiooni aeg on küllaldane tasakaalu saavutamiseks. Aparatuur. Bürett, 5-ml pipett, 4 50-ml mahuga lihvitud klaaskorgiga suletavat kolbi, kaaluklaas. Reaktiivid. ~0,5 M NaOH lahus (täpne kontsentratsioon pudelil), ff indikaator, etüületanaat (etüülatsetaat), kontsentreeritud HCl, 100-% etaanhape (jää-äädikhape), absoluutne etanool. 2014 Katse käik. Kahte 50-m1 mahuga klaaskorgiga suletavatesse täiesti kuiva kolbi pipeteeritakse esimene segu 5 ml 3 M HCl + 5 ml vett (ainult soolhape ja vesi, st "taustaained" kaheks paralleelkatseks) Järgmisse kahte 50-m1 mahuga klaaskorgiga suletavatesse täiesti kuiva kolbi valmistada segu: e) 5 ml 3 M HCl + 4 ml etüületanaati + 1 ml etanooli Need kaks kolbi, milles on reageeriv segu, suletakse kiiresti ning jäetakse seisma vähemalt 48 tunniks (veel parem nädalaks), segu vahetevahel loksutades. Auramise vältimiseks on oluline, et lihvid oleksid tihedalt suletud
füüsikalise keemia õppetool Töö nr 19 Töö pealkiri: ZELATIINI ISOELEKTRILISE TÄPI OPTILINE MÄÄRAMINE Üliõpilase nimi ja eesnimi Õpperühm Töö teostamise Kontrollitud: Arvestatud: kuupäev: 07.03.2012 Tööülesanne: Zelatiini lahuse isoelektrilise täpi määramine hägususe pH-st sõltuvuse järgi. Töö käik: Nummerdatud kolbidesse pipeteeritakse 10 ml ettevalmistatud zelatiinilahust ning vastavalt tabelile 1 ülejäänud koostisosad järgides põhimõtet ,,hapet vette". Tabel 1 Kolvi nr 1 2 3 4 5 6 7 8 9 HCl maht ml 1 4 1 0, - - - - - 0 5 KOH maht - - - - - 1 3 6 10 ml Vee kogus ml - 6 99, 1 9 7 4 - 5 0 Mõõdetakse saadud lahuste pH ja optiline tihedus ( =364 nm).
mahuga pipetid, pH-meeter, fotoelektriline kolorimeeter. Kasutati küvetti, mille optiline teepikkus oli l= 20,075 mm =2,07cm Keeduklaasi Lahuse pH Lahuse optiline Lahuse nr tihedus D hägusus cm-1 Töö käik: Nummerdatud keeduklaasidesse (nr 1-9) pipeteeritakse all 1 1,32 0,072 0,08 2 1,76 0,063 0,07 oleva tabeli järgi HCl, KOH ja vesi. Seejärel lisatakse igasse 3 3,01 0,065 0,07
MATERJALITEADUSE INSTITUUT FÜÜSIKALISE KEEMIA ÕPPETOOL Üliõpilane: Teostatud: Õpperühm: Kontrollitud: Töö nr: 19 k Kaitstud: ZELATIINI ISOELEKTRILISE TÄPI OPTILINE MÄÄRAMINE SKEEM Tööülesanne: Zelatiini lahuse isoelektrilise täpi määramine hägususe pH-st sõltuvuse järgi. Töö käik: Nummerdatud kolbidesse pipeteeritakse 10 ml ettevalmistatud zelatiinilahust ning vastavalt tabelile 1 ülejäänud koostisosad järgides põhimõtet ,,hapet vette". Tabel 1 Kolvi nr 1 2 3 4 5 6 7 8 9 HCl maht ml 1 4 1 0, - - - - - 0 5 KOH maht ml - - - - - 1 3 6 10 Vee kogus ml - 6 9 9, 1 9 7 4 - 5 0
õppetool Töö nr 19k Töö pealkiri Zelatiini isoelektrilise täpi optiline määramine Üliõpilase nimi ja Õpperühm eesnimi Töö teostamise Kontrollitud: Arvestatud: kuupäev: 13.04.2011 TÖÖ EESMARK Zelatiini lahuse isoelektrilise täpi määramine hägususe pH-st sltuvuse järgi. TÖÖ KÄIK Nummerdatud kolbidesse (nr 1-9) pipeteeritakse a' 10 ml filtritud zelatiinilahust ja seejärel lisatakse HCl lahust, leelist ja vett järgmistes hulkades: Kolvi nr 1 2 3 4 5 6 7 8 9 HCl maht ml 10 4 1 0,5 - - - - - KOH maht ml - - - - - 1 3 6 10 Vee kogus ml - 6 9 9,5 10 9 7 4 - Mdetakse saadud lahuste pH. Edasi mdetakse lahuste optiline tihedus D fotoelektriliselt,
(tükid võivad sees olla). 4. Gradueeritud katseklaasile panna kork peale ja ettevaatlikult läbi loksutada katseklaasi sisu. Ensüümi ja puhvri vaheline seos tahke invertaasi puhul on 1 mg tahket invertaasi ja 4 ml puhverlahust. Ma võtsin 9,5 mg tahket invertaasi ja 2,4 ml puhvrit. m(tahke invertaas) = 9,5 mg V(puhverlahus) = 2,4 ml 2. Ensüümireaktsiooni läbiviimine Vajalikud töövahendid - 50 ml katseklaas kuhu pipeteeritakse sahharoosi lahus ja kuhu pannakse ensüümi preparaat. - Kolm 250 ml-list koonilist kolbi kuhu pannakse komplekslahus ja teatud aja jooksul võetud proovid (PEALE MÄRKIDA MIS AJAL VÕETUD PROOV ON). - Stopper aja jälgimiseks - Automaat pipett uuritava invertaasi lahuse pipeteerimiseks - Vesi termostaat kuhu pannakse sahharoosi-invertaasi lahus soojenema (30±1ºC) - Pipett substraadi ülekandmiseks Vajalikud ained
19K Želatiin isoelektroskoopilise täpi optiline määramine Üliõpilase nimi ja eesnimi Õpperühm Reimann Liina KATB41 Töö teostamise Kontrollitud: Arvestatud: kuupäev: 01.04.2015 Töö eesmärk: Želatiini lahuse isoelektrilise täpi määramine hägususe pH-st sõltuvuse järgi. Töö käik: Nummerdatud kolbidesse pipeteeritakse 10 ml ettevalmistatud želatiinilahust ning vastavalt tabelile 1 ülejäänud koostisosad järgides põhimõtet „hapet vette“. Tabel 1 Kolvi nr 1 2 3 4 5 6 7 8 9 HCl maht ml 10 4 1 0,5 - - - - - KOH maht ml - - - - - 1 3 6 10
Töö teostamise Kontrollitud: Arvestatud: kuupäev: 13.02.2012 Töö eesmärk. Zelatiini lahuse isoelektrilise täpi määramine hägususe pH-st sõltuvuse järgi. Töövahendid. Fotoelektriline kolorimeeter, pH-meeter, 50 ml mahuga koonilised kolvid, pipetid 10 ml mahuga, 1,5%-line zelatiinilahus, 0,05-molaarne ja konts HCl lahus, 0,01- molaarne KOH lahus. Töö käik. Nummerdatud kolbidesse (1-9) pipeteeritakse a' 10 ml filtritud zelatiinilahust ja lisatakse vett, segatakse ning seejärel lisatakse HCl lahust või leelist järgmistes hulkades: Kolvi nr 1 2 3 4 5 6 7 8 9 HCl maht 10 4 1 0,5 - - - - - ml KOH maht - - - - - 1 3 6 10 ml Vee kogus - 6 9 9,5 10 9 7 4 - ml Mõõdetakse saadud lahuste pH
vaid kaks hüpet. Praktikas kasutatakse tiitrimist esimese lõpp-punkti määramisega H3PO4 + KOH = KH2PO4 + H2O Töö käik. Määratakse kontsentreeritud fosforhappe kontsentratsioon. Selleks tuleb lahjendada fosforhapet 100 korda. (Võtta 2,5 cm3 konts. fosforhapet ja viia 250 cm3 mõõtekolbi, mis täidetakse selle järel dest. veega mõõtjooneni.) Kolb suletakse korgiga ja loksutatakse korralikult lahus segamini. Kolvist pipeteeritakse 150 cm3 keeduklaasi ühemahupipetiga 25,00 cm3 lahjendatud fosforhappe lahust ja lisatakse mõõtesilindriga 25 cm3 vett Bürett täidetakse 0,2 M KOH lahusega ja fikseeritakse selle täpne (0,0001M) kontsentratsioon.Klaas lahusega paigutatakse pH-meetri statiivile, pannakse lahusesse magnetsegur ja lastakse sisse elektroodid (klaas- ja hõbe-hõbekloriidelektroodid). NB! Elektrood peab jääma lahuses nii kõrgele, et keeduklaasi põhjas keerlev magnetsegur seda ei puudutaks.
CNaOH+Na2CO3 on NaOH ja Na2CO3 kontsentratsioon (üldleelisus), samale lahusele, g-ekv/dm3 Töö eesmärk: Töö eesmärk on arvutada kaustifitseerimisaste ja NaOH mass grammides. Töös kasutatavad vahendid: Kooniline kolb, automaat pipett, katseklaasid, pipeteerimiskolonn, elektripliit, süstal proovi võtmiseks, filter. Töö käik: Valmistatakse 17% soodalahus, kusjuures võetakse 85g soodat ja 415g vett. Lahuse kontsentratsioon kontrollitakse tiitrimisel. Tiitrimiseks 10 ml lahust pipeteeritakse koonilisse kolbi ja tiitritakse 1n HCl lahusega metüüloranzi juuresolekul. Lubja koguseks võetakse 47,25g . 1 liitrise mahuga koonilisse kolbi valatakse 500 ml sooda lahust, paigutatakse elektripliidi peale ja kuumutatakse temperatuurini 50-90 C, umbes 30min ja segatakse vahepeal. Lahusele lisatakse väikeste portsjonitega peenestatud lupja 5% liiaga. Katse lõppedes jäätakse lahus seisma umbes 5minutiks, et sade põhja vajuks. Seejärel võetakse süstlaga proov 20ml ja filtritakse kahte
FK Laboratoorne töö nr. 8 Esterdamise reaktsiooni tasakaalukonstandi määramine Põhimõte: Tekib samapalju, kui võrrandi teisel poolel kaob Töös määratakse tasakaalukonstant lahuses toimuvale reaktsioonile CH3COOH + C2H5OH CH3COOC2H5 + H2O. Katse käik: 50 ml mahuga klaaskorgiga suletatavatesse täiesti kuivadesse kolbidesse pipeteeritakse esimene segu ja vastavalt praktikumi õppejõu korraldusele osad lahustest 2-7: 1. 5 ml 3n HCl + 5 ml vett 2. 5 ml 3n HCl + 5 ml etüületanaati 3. 5 ml 3n HCl + 4 ml etüületanaati + 1 ml vett 4. 5 ml 3n HCl + 2 ml etüületanaati + 3 ml vett 5. 5 ml 3n HCl + 4 ml etüületanaati + 1 ml etanooli 6. 5 ml 3n HCl + 4 ml etüületanaati + 1 ml etaanhapet 7. 5 ml 3n HCl + 4 ml etanooli + 2 ml etaanhapet Tehakse ka paralleelkatsed
indikaator fenoolftaleiin (ff). Töö käik Konkreetse töö soolhappelahuse etteantud kontsentratsioon on 1,9%. Arvutatakse kontsentreeritud happe ja vee vajalikud kogused. Suure mõõtesilindriga mõõdetakse koonilisse kolvi arvutatud kogus vett ja tõmbe all väikese mõõtesilindriga vajalik kogus kontsentreeritud soolhapet. Kolb suletakse korgiga ja lahus selles segatakse tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Tehakse saadud lahuse viiekordne lahjendus. Selleks pipeteeritakse destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust. Vett lisatakse 100 ml märgini. Lahust loksutatakse intensiivselt. Destilleeritud veega loputatud koonilisse kolbi pipeteeritakse 10 ml 5x lahjendusega HCl lahust ja lisatakse 2...3 tilka fenoolftaleiinilahust. Bürett täiedetakse kindla kontsentratsiooniga naatriumhüdroksiidi lahusega. Tiitritakse ühe tilga täpsusega, kuni koonilises kolvis muutub lahus roosaks. Tiitrimist korratakse 2...4 korda,
lahus, indikaator fenoolftaleiin (ff). Töö käik: Arvutakse, kui palju on vaja võtta kontsentreeritud soolhapet ja vett, et valmistada 100ml 2,5% HCl lahust. Mõõtesilindriga mõõdetakse 250ml koonilisse kolbi arvutatud kogus vett ja lisatakse tõmbe all väiksese mõõtesilindriga vajalik kogus kontsentreeritud soolhapet. Kolb suletakse korgiga ja lahus segatakse tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Saadud soolhappelahusest teha viiekordne lahjendus, milleks pipeteeritakse destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, vett lisatakse kriipsuni, suletakse korgiga ning loksutatakse intensiivselt. Pipetid ja bürett loputatakse eelnevalt töölahusega pipett HCl lahusega ja bürett NaOH lahusega, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad pipeti ja büreti seintel ei muudaks mõõdetava lahuse kontsentratsiooni. Soolhappelahuse kontsentratsiooni määratakse tiitrimisega. Destilleeritud veega loputatud koonilisse kolbi
5ml-se mahuni boraatpuhvriga ja loksutati läbi. · Võeti 50ml mahuga katseklaas ning pipeteeriti sinna 25ml 2% kaseiini lahust, mille pH oli regluleeritud ensüümile sobivale väärtusele. Katseklaas kaetakse korgiga ning asetati 10 minutiks vesitermostaati 30±1C juurde soojenema. · Võeti 4 kuiva 20ml katseklaasi ning nummerdati need. Igasse katseklaasi pipeteeriti 3ml 5% TKÄ lahust. · Kui kaseiini lahus on 30-ni soojenenud, pipeteeritakse kaseiini lahusele juurde 1ml valmistatud alkalaasi töölahust ning loksutati kiiresti läbi. Pärast loksutamist võeti kuiva pipetiga 3ml reaktsioonisegu ning pipeteeriti TKÄ lahusesse. Käivitatati stopper. · 5 minuti pärast võeti sama pipetiga 3ml reaktsioonisegu ning pipeteeriti teise katseklaasi ja katseklaasi sisu loksutatakse hoolega läbi. Sama operatsiooni korratakse veel 10-ndal ja 15-ndal minutil.
30±1C° juurde. 3. Võtsin kolm 250 ml koonilist kolbi, kuhu pipeteerisin 10 ml komplekslahust, milleks oli Cu(II)-triloon B kompleks. 4. Kui substraat saavutas termostaadis vastava temperatuuri, lisasin 1 ml uuritavat töölahust, loksutasin läbi ja võtsin lahusest 0-proovi ehk pipeteerisin samast lahusest koonilisse kolbi 1 ml töölahust ja käivitasin stopperi. 5. 10 ja 20 minuti pärast pipeteeritakse ülejäänud kahte kolbi samuti 1 ml töölahust. 6. Koonilisi kolbe keetsin elektripliidil püstjahutiga all 10 minutit, aega arvestasin sellest hetkest, kui lahus läks keemia. 10 minuti möödudes lisasin 150 ml destilleeritud vett läbi püstjahuti sellega oli keemine lõppenud. 7. Kõikidesse kolbidesse tilgutasin pipetiga indikaatorina kolm tilka mureksiidi vesilahust, mis andis kolvis olevale lahusele lillaka tooni. 8
Sellest võetakse 5 ml ja lahjendatakse 15 ml-ga dest. veega, saades lahuse, mille kontsentratsioon on 0.25 mg/ml.Viimasest lahusest võetakse 5 ml ja lahjendatakse 5 ml dest veega, saades lahuse, mille kontsentratsioon on 0.125 mg/ml. Viimasest lahusest võetakse 5 ml ja lahjendatakse 5 ml dest veega, saades lahuse, mille kontsentratsioon on 0.062 mg/ml. Reaktsiooni läbiviimine. Võetakse 6 katseklaasi. 1.-sse pipeteeritakse 1 ml dest. vett. 2.-sse ja 3.-sse 1 ml uuritavat lahust. 4.-sse, 5.-sse ja 6.-sse 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi valatakse 3 ml tööreaktiivi, loksutatakse ja jäetakse 20- ks minutiks reageerima. Reaktsiooni tulemusena katseklaasides 2-6 tekkis helekollane lahus, mis on tingitud punase veresoola sisaldusega lahuses. Viimane etapp on lahuste optilise tiheduse määramine spektrofotomeetril lainepikkusel 410 nm.
lahus, indikaator fenoolftaleiin (ff). Töö käik: Arvutakse, kui palju on vaja võtta kontsentreeritud soolhapet ja vett, et valmistada 100ml 2,5% HCl lahust. Mõõtesilindriga mõõdetakse 250ml koonilisse kolbi arvutatud kogus vett ja lisatakse tõmbe all väiksese mõõtesilindriga vajalik kogus kontsentreeritud soolhapet. Kolb suletakse korgiga ja lahus segatakse tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Saadud soolhappelahusest teha viiekordne lahjendus, milleks pipeteeritakse destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, vett lisatakse kriipsuni, suletakse korgiga ning loksutatakse intensiivselt. Pipetid ja bürett loputatakse eelnevalt töölahusega – pipett HCl lahusega ja bürett NaOH lahusega, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad pipeti ja büreti seintel ei muudaks mõõdetava lahuse kontsentratsiooni. Soolhappelahuse kontsentratsiooni määratakse tiitrimisega. Destilleeritud veega loputatud koonilisse kolbi
takistust. Mõõtmisel kasutatavate elektroodide konstant määratakse kindla kontsentratsiooniga teadaoleva eritakistusega KCl lahuse abil. Katse käik Katses kasutatakse juhtivusnõusse valatud elektrolüüdilahuse takistuse mõõtmiseks vahelduvvoolusilda P-38. Enne katset loputatakse elektroode mõned korrad juhtivusmõõtmiseks kasutatava kahekordselt destilleeritud veega. Juhtivusnõu tuleb eelnevalt loputada paar korda uuritava lahusega ja seejärel pipeteeritakse lahust nõusse nii et elektroodide otsad oleksid kaetud. Kõikide määramiste puhul peaks vedeliku hulk olema ühesugune. Juhtivusnõu asetatakse veritermostaati ja temperatuur hoitakse 25C juures. Kui lahus juhtivusnõus on saavutanud termostaadi temperatuuri, ühendatakse elektroodid vahelduvvoolusillaga ja mõõdetakse lahusekihi takistus. Tehakse 3 nõrga elektrolüüdi lahust (0,1927 m ja kaks lahjendust 1:2) ning katset korratakse kõigi kolme elektrolüüdi lahusega.
Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsioon tööreaktiiviga viiakse läbi katseklaasides toatemperatuuri juures. Selleks asetatakse katseklaaside statiivi 6 puhast, kuiva katseklaasi ja nummerdatakse. 1 nullproov, destilleeritud vesi (näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni) 2 1 ml uuritavat lahust 3 1 ml uuritavat lahust 4 1 ml glükoosilahust (0,25 mg/ml) 5 1 ml glükoosilahust (0,125 mg/ml) 6 1 ml glükoosilahust (0,062 mg/ml) Igasse katseklaasi pipeteeritakse 3 ml tööreaktiivi ja loksutatakse kohe, et saavutada ühtlast kontsentratsiooni. Pärast tööreaktivi lisamiseks väärvus muutus kollakaks igas kasteklaasis. Kaliibrimisgraafiku koostamine ja glükoosi kontsentratsiooni kindlakstegemine Pärast reaktsiooni läbiviimist koostan kaliibrimisgraafiku ja selle abil leian glükoosisisaldust sidruimahlas. Kolv Optiline tihedus (ABS) Opt. tihedus 0 proov 0 proov 0,047
8FK Töö pealkiri: Esterdamise reaktsiooni tasakaalukonstandi määramine Üliõppilane: Õpperühm: YASB-41 Töö teostatud: 18.04.2012 Arvestatud: Töös määratakse tasakaalukonstant lahuses toimuvale reaktsioonile CH3COOH + C2H5OH CH3COOC2H5 + H2O. Katse käik: 50 ml mahuga klaaskorgiga suletatavatesse täiesti kuivadesse kolbidesse pipeteeritakse esimene segu ja vastavalt praktikumi õppejõu korraldusele osad lahustest 2-7: 1. 5 ml 3n HCl + 5 ml vett 2. 5 ml 3n HCl + 5 ml etüületanaati 3. 5 ml 3n HCl + 4 ml etüületanaati + 1 ml vett 4. 5 ml 3n HCl + 2 ml etüületanaati + 3 ml vett 5. 5 ml 3n HCl + 4 ml etüületanaati + 1 ml etanooli 6. 5 ml 3n HCl + 4 ml etüületanaati + 1 ml etaanhapet 7. 5 ml 3n HCl + 4 ml etanooli + 2 ml etaanhapet Tehakse ka paralleelkatsed
elektrolüütiliselt sadestatud plaatinamustaga. Mõõtmise järel hoitakse elektroode destilleeritud vees. Kui elektroodid on seisnud kuivalt, on raske kõrvaldada nende pinnalt elektrolüüte; sel juhul on parem lahustada plaatinamust kuningvees ning kanda elektroodidele värske sade. Juhtivusnõu tuleb käsitseda erilise hoolikusega - elektroode ei tohi puudutada, samuti ei tohi neid katse vältel teineteise suhtes nihutada. Juhtivusnõu loputatakse paar korda uuritava lahusega ja seejärel pipeteeritakse vastavalt nõu mahule selline lahuse hulk, et elektroodid oleksid 3 - 5 mm ulatuses kaetud. Nõu täitmise pipetiga tingib nõue, et kõikide määramiste puhul oleks vedeliku hulk ühesugune. Pärast gaasimullide eraldumist asetatakse juhtivusnõu vesitermostaati, mille temperatuuri hoitakse püsivana 25,0±0,1 °C juures, erijuhtudel ka mõnel teisel juhendaja poolt määratud temperatuuril. Kui lahus juhtivusnõus on saavutanud termostaadi temperatuuri
Eesmärgid: 1. Määrata KMnO4 ja K2Cr2O7 kontsentratsioonid kontrolllahuses. 2. Kalibreerimissirge konstrueerimine ja iseloomustamine kasutades regressioonisirge võrrandit ning paranduskoefitsienti. 3. Lamberti Bugeri Beeri seaduse kasutamine segu kvantitatiivse analüüsi jaoks. Lahused: Dest. vesi, 6,25 mM KmnO4, 12 mM K2Cr2O7, segu ehk kontrolllahus. Töö käik: 1. Valmistakse viis KMnO4 standardlahust kalibreerimise jaoks. Pipeteeritakse 2.0, 3.5, 5.0; 7.0 ja 9.0 mL 100 mL mõõtkolbidesse, täidetakse kriipsuni dest. veega ja loksutatakse. 2. Valmistatakse viis K2Cr2O7 standardlahust kalibreerimise jaoks. Pipeteeritakse 1, 2, 4, 6 ja 9 mL 100 mL mõõtkolbidesse, täidetakse kriipsuni dest. veega ja loksutatakse. 3. Ainete spektri mõõtmine Katse tulemused: Kogus, ml ABS Lahus 310 nm 350 nm 525 nm
annaabi.ee 
