Seega, järgmiseks etapiks on koe etanooliga veetustamine ehk vee eemaldamine kude kasvavas etanooli gradiendis (50-100% etanooli) inkubeerides. Järgmisena, etanool asendatakse hüdrofoobsema lahusti ksüleeniga. Ksüleen on hüdrofoobne lahus, mis seguneb nii paraffiini kui ka etanooliga. Ja alles pärast ksüleeniga immutamist kude võib sulanud paraffiini sisestada. Pärast paraffiini tardumist kude lõigatakse õhukesteks lõikudeks, mis pannakse alusklaasile ja edasi värvitakse. 2. Elusrakkude värvimise põhietapid (iga etapi eesmärk). Rakkude fikseerimine on rakupreparaadi kinnitamine alusklaasile nii, et edasise töötluse käigus rakud preparaadilt jalga ei laseks. Säilitab rakustruktuuri ja koosseisu ning peatab kõik raku sees toimuvad protsessid. Perme(a?)biliseerimine on rakumembraani muutmine läbilaskvamaks, et värvid ja antikehad pääseksid rakku sisse. Värvimine on raku värvi muutmine, et rakku oleks võimalik kergemini
Selleks, et muuta diatomeede määramine võimalikuks, tuleb hävitada kogu orgaaniline aine. Sellise töötlemise tulemusena jäävad alles vaid diatomeede ränist pantsrid. Meetodeid orgaanilise aine hävitamiseks on mitmeid, kuid kõige tuntum on vesinikperoksiidi meetod vesinikperoksiidi 30% lahusega. Peale keerukat kemikaalide töötlemist, keetmist ja proovi puhastamist sisaldavat protsessi valmistatakse proov. Heas proovis on ühes alas näha kaheksa diatomeed. Pealisklaas kinnitatakse alusklaasile ja proov on valmis analüüsimiseks (Martin, 2012). 3 Kasutatud allikad Martín, G., Fernández, M. de los R. 2012. Diatoms as Indicators of Water Quality and Ecological Status: Sampling, Analysis and Some Ecological Remarks. In Ecological Water Quality – Water Treatment and Reuse (Voudouris, D. ed) pp. 183-204. InTech. Olli, K. 2014. Protistid. [WWW] http://moritz.botany.ut.ee/~olli/PE/Loeng02.pdf (02.11.2014) Olli, K. 2010. Algoloogia
emakakaelavähi sõeluuringutel ja pidevalt günekoloogilistes läbivaatlustes (kontrollides), mille abil saab hõlpsasti avastada muutusi emakakaela epiteelrakkudes, enne kui tekib võimalus emakakaela vähieelse seisundi või emakakaelavähi arenemiseks. 3.2.1.1 PAP-testi tegemine PAP-testis võetakse emakakaela limaskesta pinnalt ja emakakaelakanalist spetsiaalse vahendiga rakuproov. Pärast proovi võtmist kantakse materjal alusklaasile ja saadetakse laborisse uurimiseks. PAP testi võtmine on valutusisn selle võtmiseks kulub ligikaudu 10 -15 minutit (Terja Raud, 13.05.2007). 3.2.2 HPV-test HPV-test tuleb teha kõikidel naistel, kellel PAP-test on olnud positiivne, ning naistel, kes on vanemad kui 35 aastat. HPV-test aitab kindlaks teha muutuste tõsisuse emakakaela epiteelrakkudes või avastada, kui kaugele on vähk arenenud (Emakas, 2009). 4. Ohtlikkus ja HPV seletus 4.1 Ohtlikkus
keemiseni. Seejärel jahutan katseklaasi alumist poolt jäävee vannil. Algne lahus on tumesinine, keetmise järel peaaegu värvitu ning alumise otsa jahutamisel moodustub katseklaasi alumisse otsa tumesinine kiht. Tegemist on pöörduva reaktsiooniga. Algul moodustuvad joodi ja tärklise kompleksid, kuumutades need lahunevad ning hiljem jahutades taastuvad. 2) Mikroskoobi alusklaasile kantakse erinevate tärkliste või tärkliserikka materjali (jahu) proovid. Lisatakse 1 tilk lahjendatud (helekollast) joodilahust, mille liig kõrvaldatakse filterpaberi tükikesega. Preparaadid kaetakse katteklaasidega nii, et õhumullid klaasi alla ei jääks ja vaadeldakse mikroskoobis suurendusega 15 x 8. Kartuli tärklis Maisi tärklis Kartuli tärklise terad tunduvad piklikumad ja üldises plaanis suuremad. Nende suurus
Joodiga värvuvad ka kartulist ja maisist eraldatud tärkliseterakesed. Töö käik A. Katseklaasi valatakse 4-5ml tärkliselahust ja lisatakse 1 tilk joodilahust. Segu loksutatakse ja kuumutatakse keemiseni. Seejärel katseklaasi alumine pool jahutatakse jäävee vannil. Kuumutades lillakas värvus kaob, lahus muutub läbipaistvaks. Jahutades tekib kompleks uuesti ja värvus muutub jälle lillakaks. B. Mikroskoobi alusklaasile kantakse erinevate tärkliste materjali proovid. Lisatakse 1 tilk lahjendatud joodilahust. Maisitärklis on kobaras, koosnevad väiksematest tükkidest. Kartulitärklis on suurte ümarate tükkidena, enamasti üksikult. Järeldus Tärklis moodustab joodiga lillaka kompleksi, mis kuumutamisel laguneb (värvus kaob) ja jahutamisel tekib uuesti. Mikroskoobiga joodiga värvunud taimseid tärkliseterasid vaadeldes on võimalik kindlaks teha, mis taimest tärklis pärit on.
Kõrgel temperatuuril kompleks laguneb ja kaotab värvuse, kuid tegemist on pöörduva. Joodiga värvuvad ka taimsest materjalist eraldatud tärkliseterakesed. Värvununa on neid mikroskoobis lihtsam vaadelda. Töö käik A. Katseklaasi valasin 45 ml tärkliselahust ja lisasin 1 tilk joodilahust. Segu loksutasin ja kuumutasin keemiseni. Seejärel katseklaasi alumine pool jahutasin veejoa all. B. Mikroskoobi alusklaasile panin maisi- ja kartulitärklist. Lisasin 1 tilk lahjendatud joodilahust. Klaasi alla ei tohi jääda õhumulle. Järeldus ja tulemus A. Tärklis moodustas joodiga sinise kompleksi, mis lagunes kõrgel temperatuuril (ülemine kollane kiht ) ja taastus jahutades külma veejoa all (alumine sinine kiht). B. Kartuli tärkliseterad olid ebaühtlase suurusega ja suuremad. Maisi omad seevastu ühesuurused ja kartuli teradest väiksemad.
polüsahhariidi ahelate keerdumisest joodi molekulide ümber. Kõrgel temperatuuril kompleks laguneb ja kaotab värvuse, kuid tegemist on pöörduva. Joodiga värvuvad ka taimsest materjalist eraldatud tärkliseterakesed. Värvununa on neid mikroskoobis lihtsam vaadelda. A. Katseklaasi valatakse 45 ml tärkliselahust ja lisatakse 1 tilk joodilahust. Segu loksutatakse ja kuumutatakse keemiseni. Seejärel katseklaasi alumine pool jahutatakse jäävee vannil või veejoa all. B. Mikroskoobi alusklaasile kantakse erinevate tärkliste või tärkliserikka materjali proovid. Lisatakse 1 tilk lahjendatud joodilahust, mille liig kõrvaldatakse filterpaberi tükikesega. Preparaadid kaetakse katteklaasidega. Klaasi alla ei tohi jääda õhumulle. Proove vaadeldakse mikroskoobis suurendusega 15 x 8. Järeldus A: Tärklis moodustas joodiga sinise kompleksi, mis lagunes kõrgel temperatuuril, kuid taastus jahutades külma veejoa all. B: Kartuli tärkliseterad olid ebaühtlase suurusega ja suuremad
Töö käik: Katseklaasi valame 4-5 ml tärkliselahust ja lisame tilk joodilahust. Segu loksutatakse ja kuumutame keemiseni. Seejärel katseklaasi alumise poole jahutame jääs. Tulemus: Kuumutamisel intensiivne värv kadus, sest kõrgel temperatuuril kompleksid lagunesid ja toimus pöörduv reaktsioon. Jääs aga jälle taastusid ning värv tuli ka tagasi. Võimalus oli ka vaadata läbi mikroskoobi kartuli ja maisi tärklise proove. Selleks kantakse mikroskoobi alusklaasile kartuli tärklise ja maisi tärklise proovid. Lisatakse 1 tilk lahjendatud joodilahust. Preparaadid kaetakse katteklaasidega nii, et õhumullid klaasi alla ei jääks ja vaadeldakse mikroskoobis suurendusega 15 x 8. Tärkliseterad on küllalt suured ja mikroskoopilisel uuringul selgub, et nad on sortidel ka erinevad. kartul (ovaalsed) mais ( kandilisemad)
kõrgel temperatuuril ja kaotab värvuse. Töö käik: Katseklaasi valame 4-5 ml tärkliselahust ja lisame tilk joodilahust. Segu loksutatakse ja kuumutame keemiseni. Seejärel katseklaasi alumise poole jahutame jääs. Tulemus: Kuumutamisel intensiivne värv kadus, sest kõrgel temperatuuril kompleksid lagunesid ja toimus pöörduv reaktsioon. Jääs aga jälle taastusid ning värv tuli ka tagasi. Aga tärklise mikroskoopia? Mida nägite? Mida mikroskoopia võimaldab? Mikroskoobi alusklaasile kantakse kartuli tärklise ja maisi tärklise proovid. Lisatakse 1 tilk lahjendatud joodilahust. Preparaadid kaetakse katteklaasidega nii, et õhumullid klaasi all ei jääks ja vaadeldakse mikroskoobis suurendusega 15 x 8. Joodiga värvunud terakesed olid hõlpsasti vaadeldavad ka mikroskoobis. Tärkliseterad on küllalt suured ja mikroskoopilisel uuringul selgub, et nad on sortidel ka erinevad. Maisi tärklise terad olid väiksemad kui kartuli omad. Kujult olid maisi terad kandilisemad kui
A Töö käik: Katseklaasi valada 4-5 ml tärkliselahust, lisada 1 tilk joodilahust, segu loksutada ja kuumutada keemiseni. Katseklaasi alumine pool seejärel jahutada. Tulemus: Joodilahuse lisamisel tekib ilus ja intensiivne sinine sade, mis kuumutamisel kaob, kuid jahutamisel muutub tagasi siniseks, küll aga mitte enam nii intensiivseks, vaid pigem heledaks ja vaevu nähtavaks. See andis märku sellest, et tegu oligi pöörduva reaktsiooniga. B Töö käik: Mikroskoobi alusklaasile kanda erinevate tärkliste või tärkliserikka materjali proovid, lisada 1 tilk lahjendatud joodilahust, liig kõrvaldada filterpaberi tükikesega. Joonistada üles erinevate tärkliseliikide terade kuju. Tulemus: Antud katses kasutasin kartulitärklist ja maisitärklist. Mõlemate terade kuju oli üpris sarnane, kuid siiski oli ka erinevusi. Kartulitärklise puhul oli tegu ebaühtlasemate ja suuremate teradega, maisitärklise puhul oli neid palju ja ühtlasemalt.
Tegemist oli tärklise ahela lahtikeerdumisega joodi molekuli ümbert. Jahutades muutus lahus siniseks, sest tärklise molekul keerdus joodi molekuli ümber. B. Töö teoreetilised alused: Töö eesmärgiks oli vaadelda, kirjeldada ja joonistada tärklise ja joodi lahust põhimõttel, et tärkliseterade värvuse ja suuruse tõttu on nad mikroskoobis hõlpsamini vaadeldavad, mis võimaldab kindlaks teha taime, millest tärklis pärineb. Töö käik: 1) Kandsin mikroskoobi alusklaasile tärklise proovid ja lisasin tilga lahjendatud helekollast joodilahust. 2) Katsin preparaadid katteklaasiga ja vaatlesin preparaati mikroskoopides suurusega 15 x 8. Tulemused: 1. Preparaat K: Kartuli tärklise molekulid on suured. Marika Treiman, 134944YAGB ,,1.Ainete tuvastamine kvalitatiivsete reaktsioonidega" 2. Preparaat M: Maisi tärklise molekulid on väikesed.
Proovi ei võeta menstruatsiooni ajal. Uuring ei vaja eelnevaid ettevalmistusi. Proovid võetakse kolmest eri kohast. Kaks proovi võetakse ümarapealise puuspaatliga tupevõlvi tagaosast ja sakilise peaga puuspaatliga emakasuudmelt. Kolmas proov võetakse emakakaela kanalist väikese, pudeliharjataolise vahendiga või soolalahusesse kastetud vatitikuga. Proovide võtmine ei tee haiget, kuid patsient võib kogeda ebameeldivustunnet. Proovid määritakse alusklaasile ja saadetakse laborisse. Prostata-spetsiifiline antigeen (PSA-test) PSA analüüs on väga väärtuslik test, avastamaks eesnäärmevähk haiguse edukalt ravitavas staadiumis. PSA testi soovitatakse kord aastas teha kõigil meestel alates 50-ndast eluaastast. Prostata-spetsiifiline antigeen (PSA) on aine, mida toodab vaid eesnäärme kude ja millel on oluline roll spermatosoididele sobiva keskkonna loomisel seemnevedelikus. Osa PSA-st satub
reaktsioon). Joodiga värvuvad ka taimsest materjalist eraldatud natiivsed tärkliseterakesed ning värvununa on nende suurus ja kuju mikroskoobis hõlpsamini vaadeldavad, võimaldades kindlaks teha, millisest taimest tärklis pärineb. Töö käik A. Katseklaasi valatasin 5 ml tarkliselahust ja lisasin 1 tilk joodilahust. Loksutasin ja kuumutasin keemiseni. Katseklaasi alumine pool jahutasin jaavee vannil. B. Mikroskoobi alusklaasile kantsin erinevate tärkliste (maistärklis ja kartulitärklis). Lisasin 1 tilk lahjendatud joodilahust. Kasutasin suurust 15 x 8. Joonistasin üles erinevate tärkliseliikide terade kuju ja võrdlesin omavahel nende suurust. Töö tulemus A. Lisades joodilahust tärkliselahusesse lahuse muutus värvus siniseks. Pärast keetmist värvus kadus, sest joodikompleks lagunes temperatuuri mõjul. Parast
natiivsed tärkliseterakesed ning värvununa on nende suurus ja kuju mikroskoobis hõlpsamini vaadeldavad, võimaldades kindlaks teha, millisest taimest tärklis pärineb. Töö käik: A. Katseklaasi valatakse 4–5 ml tärkliselahust ja lisatakse 1 tilk joodilahust. Segu loksutatakse ja kuumutatakse keemiseni. Seejärel katseklaasi alumine pool jahutatakse jäävee vannil või veejoa all. Kirjeldatakse ja põhjendatakse lahuse värvusega toimuvaid muutusi. B. Mikroskoobi alusklaasile kantakse erinevate tärkliste või tärkliserikka materjali (jahu) proovid. Lisatakse 1 tilk lahjendatud (helekollast) joodilahust, mille liig kõrvaldatakse filterpaberi tükikesega. Järeldus: A. Vasakul on pilt pärast joodi lisamist tärkliselahusesse, paremal aga on tärkliselahus pärast jäävanni. Katse ebaõnnestus, sest tegelikult pidi tärkliselahus jahutamisel uuesti moodustama sinise kompleksi. Minu reaktsioon sai olema pöördumatu, ehkki pidi olema pöörduv. B
natiivsed tärkliseterakesed ning värvununa on nende suurus ja kuju mikroskoobis hõlpsamini vaadeldavad, võimaldades kindlaks teha, millisest taimest tärklis pärineb. Töö käik: A. Katseklaasi valatakse 45 ml tärkliselahust ja lisatakse 1 tilk joodilahust. Segu loksutatakse ja kuumutatakse keemiseni. Seejärel katseklaasi alumine pool jahutatakse jäävee vannil või veejoa all. Kirjeldatakse ja põhjendatakse lahuse värvusega toimuvaid muutusi. B. Mikroskoobi alusklaasile kantakse erinevate tärkliste või tärkliserikka materjali (jahu) proovid. Lisatakse 1 tilk lahjendatud (helekollast) joodilahust, mille liig kõrvaldatakse filterpaberi tükikesega. Järeldus: A. Vasakul on pilt pärast joodi lisamist tärkliselahusesse, paremal aga on tärkliselahus pärast jäävanni. Katse ebaõnnestus, sest tegelikult pidi tärkliselahus jahutamisel uuesti moodustama sinise kompleksi. Minu reaktsioon sai olema pöördumatu, ehkki pidi olema pöörduv. B
Analüüs ja arvutused Vähemalt kaks nädalat käärinud lahus vabastatakse pärmidest tsentrifuugimise või filtrimise teel ja määratakse · Üldine taandavate suhkrute sisaldus algsöötmes (võrdlusproovis) ja käärinud lahuses; · pH väärtus alg- ja käärinud lahuses; · Etanooli sisaldus käärinud lahuses. C variant 1) Kirjeldage, kuidas valmistasite mikroobipreparaate: seentest, bakteritest. Preparaadid elusrakkudest Laialisurutud tilk Puhtale, rasvavabale mikroskoobi alusklaasile (esemeklaasile) kantakse steriilse külviaasa või pipetiga veidi steriilset lahjendusvett (füsioloogilist lahust), millesse suspendeeritakse uuritavat mikroorganismide kultuuri. Pärmide ning bakterite vaatlemisel segatakse uuritav biomass hoolikalt lahjendusveega, hallituste uurimisel kantakse lahjendusvette ettevaatlikult veidi hüüfe ning eoskandjaid, püüdes viimaseid mitte vigastada. Suspensioon kaetakse õhumulle vältides katteklaasiga.
Kuna profaasis on tuumamembraan lagunenud ja mitoosi kääv tänu kolhitsiinile depolümeriseerunud, siis saavad kromosoomid paisuvas rakus vabalt liikuda. Fikseerimine. Rakke fikseeritakse metanooli ja jää-äädikhappe segus vahekorras 3:1. Metanool denatureerib ja sadestab valgu, äädikhape aga koaguleerib nukleoproteiini. Kromosoomipreparaadi tegemine. Preparaadi valmistamisel tilgutatakse fikseeritud rakususpensioon puhastatud märjale alusklaasile ning kuivatatakse kas õhus või leegil. Niiskes keskkonnas on kromosoomid pehmed, kuid muutuvad kõvaks kohe peale kuivamist. Pehmed kromosoomid on väga elastsed, eriti kui neid on väga lühikest aega fikseeritud. Elastseid kromosoome on võimalik faaskontrastmikroskoobi all mitu korda pikemaks venitada nagu kummipaela. Niiskes keskkonnas läbi viidud kromosoomide pikendamist nimetatakse kromosoomide venitamiseks ehk sirutamiseks (chromosome stretching).
1. Valmistada sekundaarse antikeha lahjendused 0,2% BSA-PBS lahuses (vaja on kahe klaasi jagu, seega kokku 2x200=400µl). a. 40 µl 2% BSA lahust b. 360 µl 1x PBSi c. Goat anti mouse Alexa546 1:2000 0,2 µl, segada. 2. Inkubeerida 45-60 minutit toatemperatuuril, kaitsta valguse eest. 3. Pesta 3 korda 5 minutit 1 ml PBS-Tweeniga. 4. Pesta 2 korda 5 minutit 1 ml PBSiga. 5. Pesta 1 kord 1 ml milliQ (destilleeritud) veega. VI Alusklaasidele panemine ehk sulundamine 1. Kirjuta alusklaasile oma nimi ja kuupäev, samuti kasutatud antikeha. 2. Pigistada tuubist alusklaasidele väike tilk DAPIga sulundamislahust. 3. Võta katteklaas pintsettide vahele ja kuivata serv vastu pehmet paberit. 4. Aseta katteklaas (rakud allpool !!!) sulundamislahuse tilga sisse (väldi mulle). 5. Lasta kuivada ja säilitada pimedas. b. Lahjenduste tegemise arvutused: 1) Primaarse antikeha lahjendus: Vaja on 400 µl lahust, kuna meil on 2 klaasi, kummagi kohta 200 µl
antikeha eemaldamiseks 2. Inkubatsioon sekundaarse antikehaga. Valmistada 0,2% BSA-PBS lahus (400 μl): 40 μl 2% BSA lahust + 360 μl 1x PBS-Tweeni + Goat anti mouse Alexa568 (punast värvi) 0,2 μl, segada. Inkubeerida 45-60 minutit toatemperatuuril, kaitsta valguse eest. Pesta 3 korda 5 minutit 1 ml PBS-Tweeniga. Pesta 2 korda 5 minutit 1 ml PBSiga. Pesta 1 kord 1 ml MQga. 3. Alusklaasidele panemine ehk sulundamine. Kirjutada alusklaasile oma nimi, kuupäev ja kasutatud antikeha. Pigistada tuubist alusklaasidele väike tilk DAPIga sulundamislahust. Sulundamislahuses olev DAPI seondub rakus DNAga ja fluorestseerub siniselt. Võta katteklaas pintsettide vahele ja kuivatada serv vastu pehmet paberit. Asetada katteklaas (rakud allpool!) sulundamislahuse tilga sisse (vältida mulle) Lasta kuivada ja säilitada pimedas 157. 158. Kolmas päev – fluorestsentsmikroskoopia
Kasutab fluorestseeruvaid 16S rRNA või 23S rRNA proove ning fluorestsents mikroskoopiat tervete bakterite detekteerimiseks otse kliinilistest proovidest (veri, koed). FISH metoodikast on palju abi raskesti kultiveeritavate mikroobide analüüsil (Yersini pestis, Bartonella spp.) Samuti saab korraga detekteerida erinevaid organisme, kui kasutada erinevalt fluorestseeruvaid proove (erinev emissiooni lainepikkus) Protsess võtab aega 1-2 tundi, koos proovi fikseerimise, alusklaasile kandmise, rakkude permeabiliseerimise (kestad läbilaskvaks), proovi hübridiseerimise ja analüüsiga fluorestsents mikroskoobis (või FACS) 24. Patogeenide testimine 16S rDNA abil Kasutatakse universaalseid märklaudu: Ribosomaalse rRNA geenid 16S rDNA või 23S rDNA DNA mikrokiip kujutab endast väikest 2-mõõtmelist DNA fragmentide kõrgtihedat maatriksit, mis on kindlas järjekorras sünteesitud või trükitud klaas või silikoon kiibile.
Leidub lüsosüüm leidub inimese keha eritistes (pisarad, sülg, piim). Immuunsüsteemi katsemehhanism, mis võitleb bakteriaalste infektsioonidega. 12. Milline on lüsosüümi toime gramnegatiivsetele ja –positiivsetele bakteritele? G(+) on vastuvõtlikud lüsosüümile, kuna lagundab NAM ja NAG vahelise 1,4-β-glükosiidsideme. G(-) on tundetumad, kuna neil on lipopolüsahhariidne välismembraan. 13. Mis tähtsus on rakkude fikseerimisel preparaadi alusklaasil? Rakud kleepuvad alusklaasile paremini ja värv difundeerub paremini rakku. 14. Mis eelis on rakkude keemilisel fikseerimisel? Muudab vähem rakkude morfoloogiat kui nt kuumfikseerimine 15. Mis on peptidoglükaan. Polümeerne molekul rakukestas, polüsahhariidse ahela moodustavad NAM (N- atsetüülmuraamhape) ja NAG (N-atsetüülglükosamiin), mis on ühenduses 1,4-β-glükosiidsidemega. 16. Millel põhineb gramreaktiivsus? Gram(+) ja gram (-) bakterite rakukesta ehituse erinevustel. 17
valguse suhtes, sellepärast on vajalik ka neid liigse valguse eest kaitsta. • Pesta 3 korda 5 minutit 1 ml PBS-Tweeniga. Pesta 2 korda 5 minutit 1 ml PBSiga • Pesta 1 kord 1 ml MQga Alusklaasidele panemine ehk sulundamine, selleks on vaja: • Pigistada tuubist alusklaasidele väike tilk DAPIga sulundamislahust. Sulundamislahuses olev DAPI seondub rakus DNAga ja fluorestseerub siniselt. Sulundamislahus “kleebib” rakku Dega katteklaasi alusklaasile ning aitab preparaadil pikemaajaliselt säilida ning ei lase fluorokroomidel aja jooksul tuhmuda. • Võta katteklaas pintsettide vahele ja kuivatada serv vastu pehmet paberit. • Asetada katteklaas (rakud allpool) sulundamislahuse tilga sisse, vältides mulli tekkimist • Lasta kuivada ja säilitada pimedas (valgustundlik!) Kolmas päev – fluorestsentsmikroskoopia Oma rakkude vaatlemiseks kasutame 60x õliobjektiivi, mille kasutades tuleb esmalt
Fikseerimine – eesmärgiks on säilitada koed võimalikult elupuhuses seisundis, selleks kasutatakse nii liht- kui liitfiksaatoreid, koetükk asetatakse markeeritud kassetti (proovi nr, kuupäev) Veetustamine Sisestamine – sisestusliinid võimaldavad nii koe fikseerimist, veetustamist kui ka immutamist parafiiniga Lõikamine – parafiinblokkidest lõigatakse õhukesed lõigud, mis asetatakse alusklaasile ja kuivatatakse 12-24h Värvimine – et hinnata preparaati, tuleb värvida, kasutatakse erinevaid värvimismeetodeid (nt H&E värving) Sulundamine RAKU MÕISTE, ÜLDINE EHITUS, SUURUS JA KUJU Rakud on välismembraaniga ümbritsetud imetajate organismi väiksemad morfofunktsionaalsed ühikud Rakkudel on kaks põhikomponenti: tsütoplasma (tsütoplasmaatilises maatriksis e tsütosoolis paiknevad inklusioonid) ja
Töö käik A. Katseklaasi valatakse 45 ml tärkliselahust ja lisatakse 1 tilk joodilahust. Segu loksutatakse ja kuumutatakse keemiseni. Seejärel katseklaasi alumine pool jahutatakse jäävee vannil või veejoa all. Kirjeldatakse ja põhjendatakse lahuse värvusega toimuvaid muutusi. NB! Vältida tuleb liigset joodi lisamist tärkliselahusele, kuna sel juhul ei pruugi värvus kaduda! B. Mikroskoobi alusklaasile kantakse erinevate tärkliste või tärkliserikka materjali (jahu) proovid. Lisatakse 1 tilk lahjendatud (helekollast) joodilahust, mille liig kõrvaldatakse filterpaberi tükikesega. Preparaadid kaetakse katteklaasidega nii, et õhumullid klaasi alla ei jääks ja vaadeldakse mikroskoobis suurendusega 15 x 8. Joonistatakse üles erinevate tärkliseliikide terade kuju ja võrreldakse omavahel nende suurust. Kontrollküsimused 1
annaabi.ee 
