NaOH kontroll- lahus, indikaatorid fenoolftaleiin (ff) ja metüülpunane (mp) 4. Töö käik a) HCl lahuse konsentratsiooni määramine tiitrimisega. NaOH lahust valasin büretti. Büretti valasin täis kuni mahuskaala 0-märgini. Pipetid loputasin eelnevalt töölahusega. Pipetipumva abil võtsin HCl täpselt 10 cm 3. Siis lasin koonilisse kolbi 10 cm3 hapet ja lisasin 3 tilka indikaatorit ff (fenoolftaleiini). Büretist tilgutasin leelise (NaOH 0,1004 mol/dm3) happesse (HCl) ja samal ajal segasin seda, kuni lahuse värvus muutus punaseks. Kordasin katset neli korda. b) NaOH kontroll-lahuse konsentratsiooni määramine tiitrimisega. Loputasin pipeti soolhappe lahusega. Täitsin büreti HCl lahusega kuni 0-märgini. Mõõtsin pipeti abil 10 cm3 NaOH kotroll-lahust kolbi, lisasin kaks tilka indikaatorit mp (metüülpunast). Tilgutasin büretist HCl lahust kuni, lahuse värv muutus kollasest värvist punaseks
indikaatorid fenoolftaleiin (ff) metüülpunane (mp). Töövahendid: Koonilised kolvid (250 cm3) 2 büretti (25 cm3) Pipett (10 cm3) Lehrid Keeduklaas Töö käik: Soolhappe kontsentratsiooni määramine: Võtsin kindla kontsentratsiooniga NaOH lahust ja valasin seda büretti. Bürett valasin täis kuni mahuskaala 0-märgini. Pipetile panin otsa pipetipump. Pipeti abil mõõtsin puhtasse koonilisse kolbi 10 cm3 hapet ja lisasin 4 tilka indikaatorit ff. Lahus jäi värvituks. Järgnevalt tilgutasin büretist NaOH lahust HCl-i, kuni lahuse värvus muutus punaseks. Lugesin büretis oleva leelise nivoo asukoht 0,05 cm3 täpsusega. Saadud lugem annab happe neutraliseerimiseks kulunud leelise mahu cm3-tes. Kordasin kolm korda. Saadud tulemustest leidsin aritmeetiline keskmine. Kontrolllahuse kontsentratsiooni määramine: KOLB №7 Täitsin büreti soolhappe lahuse kogustega, et loputada ja siis täitsin seda sama soolhappe lahusega kuni 0-märgini
täitunud). Mõõtekolbi sulgesin korgiga ning loksutasin, et aine seguneks destilleeritud veega. • Soolhappe lahuse kontsentratsiooni määramine tiitrimisega 𝑚𝑜𝑙 Võtsin kindla kontsentratsiooniga NaOH lahust (0,1004 𝑑𝑚3 ) ja valasin selle büretti kuni mahuskaala 0-märgini. Mõõtsin pipeti abil koonilisse kolbi 10 mL HCl hapet ja lisasin 3 tilka fenoolftaleiini. Tilgutasin büretist kolbi NaOH lahust, kuni lahuse värvus muutus värvusetust roosaks. Lugesin büretis oleva NaOH nivoo asukoha 0,05 cm3täpsusega, kordasin katset 3 korda. • NaOH kontroll-lahuse kontsentratsiooni määramine tiitrimisega Loputasin pipeti läbi soolhappe lahusega. Täitsin büreti HCl lahusega kuni 0-märgini. Mõõtsin pipetiga 10 cm3 NaOH kontroll-lahust kolbi, lisasin 3 tilka metüülpunast. Tilgutasin
mangaandioksiidi sadet. . 2+ Katse tõestas Mn - ioonide leidumist lahuses. Tõestamata on jäänud arvatavasti üks värvitu ioon. See võib olla kas Al3+-või Zn2+- ioon. Asusin esimesena alumiiniumiooni sisaldumist lahuses kindlaks tegema. Al3+- ioonide leidumise kindlakstegemine lahuses . Võtsin paberfiltri, tilgutasin sinna keskele K4[Fe(CN)6] lahust- valgudes laiali moodustas suure ringi. Ringi sisemusse ja mõnda kohta äärtesse tilgutasin väheke uuritavat lahust. Siis hoidsin laiku 6M NH3·H2O pudeli kohal, pudelit pisut loksutades, et aidata aurude levimist filterpaberile. Siis tilgutasin alisariini lahuse ringiga pisut kokkupuutesse, hoidsin veelkord filterpaberit ammoniaakhüdraadi pudeli kohal- sain lillat ja kollast värvi, kuid mitte
Kasutatud mõõteseadmed, töövahendid ja kemikaalid Töövahendid: katseklaaside komplekt, klaaspulk, pipett, tsentrifuug, filterpaber, elektripliit, keeduklaas Kemikaalid: analüüsitav lahus, H2SO4, HCl, CH3CH2OH, FeSO4, FeCl3, BaCl2, CaCl2, tolueen, Cl2 + H2O, AgNO3, NH3H2O, KI, KMnO4, HNO3, CH3COO--ioon. Töö käik ja tulemuste analüüs Katse 1. Anioonide segu analüüs Analüüsitava lahuse number: 8. Eelkatsed: a) Analüüsitava lahuse pH määramine Tilgutasin klaaspulgaga analüüsitavat lahust filterpaberile ning määrasin skaala järgi lahuse pH, mis osutus neutraalseks või siis väga vähesel määral aluseliseks. Lahus tundus lõhnatuna, kuid igaks juhuks ei välistanud ma S 2-, SO32- ning NO2--ioonide esinemist lahuses ning viisin läbi ka nende tõestusreaktsioonid. b) Lahuse värvus Lahus oli kollase värvusega, seega ei saanud värvuse järgi välistada mõningate anioonide esinemist lahuses.
käivitasin stopperi. 5. 10 ja 20 minuti pärast pipeteeritakse ülejäänud kahte kolbi samuti 1 ml töölahust. 6. Koonilisi kolbe keetsin elektripliidil püstjahutiga all 10 minutit, aega arvestasin sellest hetkest, kui lahus läks keemia. 10 minuti möödudes lisasin 150 ml destilleeritud vett läbi püstjahuti sellega oli keemine lõppenud. 7. Kõikidesse kolbidesse tilgutasin pipetiga indikaatorina kolm tilka mureksiidi vesilahust, mis andis kolvis olevale lahusele lillaka tooni. 8. Viisin läbi lahuse tiitrimise 0,02M CuSo4-ga kolbi vaikselt loksutades. Tiitrimise tulemused. 1) Null lahus - 2ml 0,02M CuSO4 1,8mg/ml 2) 10 min lahus 10,5 ml CuSO4 9,1 mg/ml 3) 20 min lahus 17 ml CuSO4 15 mg/ml Graafiku abiga leidsin neile mahtudele vastavad kontsentratsioonid. Invertaasi aktiivsuse arvutamine:
Teatmeteosest leidsin lükopeeni ekstinktsioonikoefitsendi (E1cm1%) väärtused K = 0,4886× 23,5× 0,65×103/2270×0,56 = 5,87mg % Lipiidide reaktsioonid 1.Rasvapleki proov Uurisin kahte erinevat proovi, milelst üks sisaldas lipiide ja teine mitte. (samad proovid, mida kasutan hiljem ka akroleiintestis) 1 g-le tahkele ainele lisasin 0.5 ml orgaanilist lahustit atsetooni. Peale hoolikat loksutamist lasin segul settida. Seejärel tilgutasin mõlemat lahust klaaspulga abil filterbaberitele. Proov nr 1. Jättis paberile rasvapleki sam al ajal kui 2.proovist tekkinud proov oli läbipaistev. Seega teginjärelduse, et lipiide sisaldub 1. proovis. Õppejõuga kontsulteerides selgus aga, et tegelikult peaks lipiide sisaldama 2. mitte 1. proov. Kuna proove võeti katseklaasi sama spaatli erinevate otstega, siis ilmselt oli keegi spaatli otsad segamini ajanud ja proovi rikkunud. 2.Emulsioonitest
Järeldused Kirjanduse andmetel sisaldab tomat 0,88-4,2 mg% lükopeeni, minu saadud vastus mahub antud vahemikku, seega võib katse õnnestunuks lugeda. 1.3. Lipiidide reaktsioonid 1.Rasvapleki proov Uurisin kahte erinevat proovi, milelst üks sisaldas lipiide ja teine mitte. (samad proovid, mida kasutan hiljem ka akroleiintestis) 1 g-le tahkele ainele lisasin 0.5 ml orgaanilist lahustit atsetooni. Peale hoolikat loksutamist lasin segul settida. Seejärel tilgutasin mõlemat lahust klaaspulga abil filterbaberitele. Proov nr 1. Jättis paberile rasvapleki samal ajal kui 2.proovist tekkinud proov oli läbipaistev. Seega teginjärelduse, et lipiide sisaldub 1. proovis. Õppejõuga kontsulteerides selgus aga, et tegelikult peaks lipiide sisaldama 2. mitte 1. proov. Kuna proove võeti katseklaasi sama spaatli erinevate otstega, siis ilmselt oli keegi spaatli otsad segamini ajanud ja proovi rikkunud. 2.Emulsioonitest
lipiidideks. Lihtlipiidid on (neutraal)rasvad ja vahad, liitlipiidide rühma kuuluvad fosfo- ja glükolipiidid, tsükliliste lipiididena tuntakse tsükliliste alkoholide baasil moodustuvaid lipiide,nagu näiteks kolesteriidid. 1. Rasvapleki proov Uurisin kahte erinevat proovi, millest eelduste kohaselt üks pidi lipiide sisaldama ja teine mitte. 1 g-le tahkele ainele lisasin 0.5 ml orgaanilist lahustit atsetooni. Peale hoolikat loksutamist lasin segul settida. Seejärel tilgutasin mõlemat lahust klaaspulga abil filterbaberitele. Rasvaplekid jäid mõlemast proovist filterpaberile. 2. Emulsioonitest Valasin kahte kuiva katseklaasi 2ml 96% etanooli ja lisasin 2 ml kahte erinevat lahust, millest üks sisaldas lipiide ja teine mitte. Loksutasin mõlemat katseklaasi hoolikalt. Seejärel lisasin 4ml destilleeritud vett. Proov nr 1 muutus häguseks, see on lipiidide olemasolu kinnituseks. 3. Akroleiiniproov
täidise pinnal oleva eluendi kogumiseks. Segu komponentide lahutamine: · Segu nr. I: Dekstraansinine, müoglobiin, DNP-aspartaat. · Avasin kolonni väljavooluava ja reguleerisin voolutuslahuse tilkumiskiiruse klambri abil piiridesse 0,7 1,0 ml/min (eesmärgiks koguda iga fraktsioon ubmes 2-3 minutiga). Proovi sisestamine ja kolonni voolutamine: · Uuritava segu kolonni sisestamiseks kasutasin 1 ml pipetti. Võtsin 0,5 ml uuritavat segu ja tilgutasin geeli pinnale. · Alguses kogusin ühendatud fraktsiooni (sest kuni kolonni alaossa jõuab kõige kiiremini liikuv komponent dekstraansinine, väljub kolonnist puhas vooluti), selle kogusin 100 ml kuiva kolbi. Mõõtsin selle, sest see moodustab osa dekstraansinise elueerimismahust Vxmin. Ühendatud fraktsiooni maht: 22,5 ml. · Selleks, et uuritav proov siseneks täidisesse täielikult kandsin geeli pinnale kiiresti
Märkisin üles voolutuslahuse koostise: elueerimispuhver NaCl M =0,15 pH = 7,5, Panin valmis 50 ml seisukolvi täidise pinnal oleva eluendi kogumiseks. Segu komponentide lahutamine Segu koostis: deksatraansinine 3 mg/ml; müoglobiin 6 mg/ml; DNP-aspartaat 0,3 mg/ml Ettevatlikult avasin kolonni väljavooluava, voolukiirus oli juba reguleeritud 1 ml/min Proovi sisestamine Uuritava segu kolonni sisestamiseks kasutasin 1 ml pipetti. Võtsin 1 ml uuritavat segu ja tilgutasin geeli pinnale. Alguses kogusin ühendatud fraktsiooni (sest kuni kolonni alaossa jõuab kõige kiiremini liikuv komponent dekstraansinine, väljub kolonnist puhas vooluti), selle kogusin 50 ml kuiva kolbi. Mõõtsin selle, sest see moodustab osa dekstraansinise elueerimismahust Vxmin. Kolvis oli 14,5 ml. Lisasin puhverlahust mööda kolonni külge , seni kuni sinine värvus kolonnis oli jõudnud peaaegu väljavooluni. Kogusin fraktsiooni mõõtekolbi.
Korrutan selle arvu 5-ga, sest tegime 5x lahuse. Leian suhtelise vea, teades, et õige vastus on 0,61mol/. 6. Järeldus Katse ja arvutuste tulemusena sain HCl molaalseks kontsentratsiooniks 0,6677mol/, tegelik kontsentratsioon oli 0,61mol/. Katsel esineb süstemaatiline viga 9,5%. Selle tekkeks võib olla mitu põhjust: a) Kui täpselt jälgisin büretis NaOH taset ning kui täpselt seda tilgutasin lahusesse. b) Kui täpselt lisasin pipetti 10ml HCl lahust. c) Kui täpselt lisasin fenoolftaleiinilahust. 7
Sb2S5 + 12HCl 2H3[SbCl6] + 3H2S + 2S Sn4+- ja Sb3+- ioonide eraldamine ning Sb3+- ioonide tõestus ~10 tilgale lahusele lisasin tükikese raudtraati ja keetsin mõne minuti. Sn4+- ioonid redutseerusid Sn2+- ioonideks. [SnCl6]2 + Fe [SnCl4]2 + Fe2+ + 2Cl Sb3+-ioonid redutseerusid raua toimel vabaks antimon-metalliks, mis tõestabki Sb3+-ioonide olemasolu. 2[SbCl6]3 + 3Fe 2Sb + 3Fe2+ + 12Cl Tsentrifuugisin eraldunud Sb. Sb3+-ioone võib tõestada ka järgnevalt: Tinagraanulile tilgutasin 1 tilga lahust, mille sain SnS2, Sb2S3 ja Sb2S5 reageerimisel HCl-ga, musta laigu (metallilise Sb) teke tõestas antimonioonide esinemist. Sn2+- ioonide tõestamine Tinaioonide tõestamisel kasutasin Sn2+- ioonide redutseerimisvõimet. Tsentrifugaati, mis jäi järele peale Sb ja reageerimata raudtraadi eraldamist, leelistasin NaOH- ga ning eraldasin tekkinud Fe(OH)2 sademe tsentrifuugimisega. Lahusele lisasin 1 tilga Bi(NO3)3 lahust. Halli sademe teke tõestas Sn2+- ioonide olemasolu lahuses
Tõestuste puhul segavad katioonid üksteist ning ei saa kindlalt väita, mis eraldus ja mis sadenes. Külm soolhappeline vesi hapustab lahuse, lisab prootoneid ning koristab teised katioonid lahusest. Pb2+ -ioonide tõestamine Pestud sademele lisasin 2 ml destilleeritud vett, segasin ja soojendasin ca 5 minutit keevas vesivannis. Tsentrifuugisin kuumalt 1 minuti, sest pliikloriidi sade lahustub soojas vees. Kandsin tsentrifugaadi pipetiga teise katseklaasi ning tilgutasin seda mõned tilgad kolme katseklaasi. Viisin läbi kolm plii-ioonide tõestusreaktsiooni, mis kõik õnnestusid. Pesin järelejäänud kloriidide sadet mitu korda kuuma dest. veega, kuni enam Pb2+ ioonid ei tõestunud pesuvees. Hg2+ -ioonide tõestamine Lisasin vähesele järelejäänud sademele 7 tilka 2M ammoniaagi vesilahust ning segasin. Põhja tekkis hallikasmust sade, sest eraldusid valge elavhõbeamiidkloriid ning metalne elavhõbe. Ag+ -ioonide tõestamine
Panin valmis 50 ml seisukolvi täidise pinnal oleva eluendi kogumiseks. Segu komponentide lahutamine Segu koostis: deksatraansinine 3 mg/ml; müoglobiin 6 mg/ml; DNP-aspartaat 0,3 mg/ml Ettevatlikult avasin kolonni väljavooluava, voolukiirus oli juba reguleeritud 1 ml/min Proovi sisestamine Uuritava segu kolonni sisestamiseks kasutasin 1 ml pipetti. Võtsin 1 ml uuritavat segu ja tilgutasin geeli pinnale. Alguses kogusin ühendatud fraktsiooni (sest kuni kolonni alaossa jõuab kõige kiiremini liikuv komponent dekstraansinine, väljub kolonnist puhas vooluti), selle kogusin 50 ml kuiva kolbi. Mõõtsin selle, sest see moodustab osa dekstraansinise elueerimismahust Vxmin. Kolvis olevat üldist fraktsiooni oli 12,5 ml. Lisasin puhverlahust mööda kolonni külge , seni kuni sinine värvus kolonnis oli jõudnud peaaegu väljavooluni
2,5 mg glükoosi oksüdaasi GOx 1,5 mg peroksüdaasi POx 16,6 ml 0,2 M puhverlahust K4[Fe(CN)6] 0,1%-list lahust, et täita kolb lõppmahuni. Tööreaktiivi tuleb säilitada külmkapi temperatuuril kuni tarvitamiseni. Meie reaktiiv oli juba laual valmis, kuna enne kasutamist pidi see taas soojenema toatemperatuurini. Meloni lahuse ettevalmistamine Minu katses oli tundmatuks prooviks naturaalne melonimahl. Mahla kättesaamiseks surusin viljaliha noaga ja tilgutasin mahla pisikesse keeduklaasi. Pidin tegema mahlast 250-kordse lahjenduse. Selleks pipeteerisin automaatpipetiga 1 ml melonimahla 250 ml koonilisse kolbi (mõõtkolbi, tähistatud oli 250 ml joon). Lahjendasin mahla destilleeritud veega. Vett lisasin kuni 250 ml kriipsuni. Mõõtmine toimus silma järgi. Kuna mahla lahus jäi hägune, filtreerisin osa sellest katseklaasi. Glükoosilahuste valmistamine
täidise pinnal oleva eluendi kogumiseks. Segu komponentide lahutamine: · Segu nr. I: Dekstraansinine, müoglobiin, DNP-aspartaat. · Avasin kolonni väljavooluava ja reguleerisin voolutuslahuse tilkumiskiiruse klambri abil piiridesse 0,7 1,0 ml/min (eesmärgiga koguda iga fraktsioon umbes 2-3 minutiga). Proovi sisestamine ja kolonni voolutamine: · Uuritava segu kolonni sisestamiseks kasutasin automaatpipetti. Võtsin 0,5 ml uuritavat segu ja tilgutasin geeli pinnale. · Alguses kogusin ühendatud fraktsiooni (sest kuni kolonni alaossa jõuab kõige kiiremini liikuv komponent dekstraansinine, väljub kolonnist puhas vooluti), selle kogusin 100 ml kuiva kolbi. ( hakkasin koguma fraktsiooni, kui sinine värv oli alt kuskil 3-4 cm kaugusel) Mõõtsin selle, kuna see moodustab osa dekstraansinise elueerimismahust Vxmin. Ühendatud fraktsiooni maht: 20 ml.
sinas-rohelise värvusega reaktsioonisegu. Tegemist on mitmeastmelise reaktsiooniga ja lõpliku värvuse kujunemist võib märgata üle punase ja sinise vaheühendi. Tekib kolesterooli polüeensete sulfoonhappe derivaatide segu. Katse käik: Valasin kolme katseklaasi 2 ml erineva lipiidi lahust metüleenkloriidis. Esimesse katseklaasi valasin kolesteroolilahust, teise katseklaasi rapsiõli lahust (taimne rasv) ja kolmandasse searasva lahust (loomne rasv). Igasse katseklaasi tilgutasin u 7 tilka äädikhappe anhüdriidi ja u 5 tilka kontsentreeritud väävelhapet. Loksutasin segusid. Tulemus: Kolesteroolilahus säilitas oma tumesinise värvuse ja muutusi ei toimunud. Rapsiõli lahus muutus rohekaspruunikaks ja tekkis sade. Searasva lahus muutus heleroheliseks/helesiniseks ja pisut häguseks. Järeldused: Kolesteroolilahus sisaldas kõige rohkem kolesterooli, sest tumesinine värvus säilis reaktsiooni toimumise käigus. Rapsiõli lahus sisaldas kolesterooli vähem kui
kemikaalidevabasid aineid. Elo 34 ( Füsioterapeut, refleksoloog ) Body FX-iga saab aidata ka koduloomi nende erinevate hädade puhul. Meie koeral oli kõrva seespool umbes 1 cm läbimõõduga ümmargune tumedat värvi moodustis naha peal, mis tasapisi kasvas. Paar kuud tagasi kratsis ta selle katki ja veriseks. Kuna see asus väga ebamugava koha peal, mida ei saanud kinni siduda ega ka plaastrit panna, siis määris ta kõik kohad veriseks. Tilgutasin sinna peale Body FX ja seda üsna tihedalt, veri jäi kinni. Jätkasin paar nädalat peale tilgutamist ning punn taandus nööpnõelapea suuruseks, praegu on nahaga ühte värvi ja vaevumärgatav, praktiliselt täiesti kadunud. Ja teine kogemus koeraga - peale pesemist, umbselt soojas ja niiskes, tekkisid tal naha peale kärnad (,,hot spot"), mis levisid kaelal ja peas. Ükskord varem ravisime nii, et sai karvad selle koha pealt maha aetud ja mingite salvidega möksitud
apolaarsete radikaalide pöördumise veemolekulide poole, mistõttu katses munavalk dehüdratiseerus ja sadestus lahusest välja. Kui lisasin vett, siis lahustus tekkinud sade uuesti, sest vähendasin veega sadesti küllastuskontsentratsiooni. Tegu oli pöörduva denaturatsiooniga. Süsivesikud 1.2.1. Molisch'i test Ühte katseklaasi panin ~2 ml tärklise lahust, teise katseklaasi ~2 ml sahharoosi lahust. Mõlemasse katseklaasi tilgutasin 6 tilka Molisch'i reaktiivi, loksutasin. Tärklise lahusele tekkis piirpinnale kollane värvus, sahharoosile tekkis koheselt lillakas piirpind ( lahus oli jaotatud kaheks osaks, piirpind on kahe kihi vaheline osa). Hoides tärklise lahusega katseklaasi kaldasendis, lisasin ettevaatlikult tilkhaaval 1 ml kontsentreeritud väävelhapet (hape voolas mööda katseklaasiseina uuritava lahuse põhja)- toimus kihistumine, kus oli eristatav ülevalt poolt lugedes valge, kollane, lilla, heleroheline osa
1.1.8 Valkude sadestamine orgaaniliste lahustitega Veega segunevad orgaanilised solvendid (nt etanool, atsetoon) kutsuvad valgumolekulis esile aminohapete apolaarsete radikaalide pöördumise molekulide välispinnale. Valk dehüdratiseerub ning sadestub lahusest välja. Ettevaatlikult solventi lisades ning katseklaasi sisu pidevalt loksutades denatureerub valk pöörduvalt. Töö käik: Valasin katseklaasi 2 ml munavalgu lahust. Tilgutasin lahusele etanooli kuni lahus läks häguseks. Lahjendasin katseklaasi sisu veega. Tulemus: Veega lahjendamisel tekkinud sade lahustus uuesti. Järeldus: Toimus valgu pöörduv denaturatsioon. 1.2 Süsivesikute reaktsioonid Töö teoreetilised alused Süsivesikud koosnevad ainult süsinikust, vesinikust ja hapnikust. Struktuurist sõltuvalt jaotatakse nad mono-, oligo- ja polüsahhariidideks. Monosahhariidid ehk monoosid on lihtsuhkrud, mis omavad energeetilist rolli ning on oligo-
Teoreetilised alused Veega segunevad orgaanilised solvendid (nt. etanool, atsetoon) kutsuvad valgumolekulis esile aminohapete apolaarsete radikaalide pöördumise molekulide välispinnale. Valk dehüdratiseerumine ning valk sadestub lahusest välja. Kui sadestit ettevaatlikult lisada ja pidevalt loksutada denatureerub valk pöörduvalt. Sellisel juhul lahustub valk uuesti, kui sadesti kontsentratsiooni vee lisamisel vähendada. Töö käik Valasin katseklaasi 2 ml munavalgu lahust. Tilgutasin lahusele atsetooni kuni lahus läks õrnalt häguseks. Lisasin katseklaasi vett. Tulemus Veega lahjendamisel lahustus tekkinud sade uuesti, kuid üksikud tükid jäid siiski katseklaasi alles. Järeldus Toimus valgu pöörduv denaturatsioon, sest vees lahustuvat solventi lahjendati ja valgu dehüdratiseetmine taganes. 1.2. Süsivesikute reaktsioonid Töö teoreetilised alused Süsivesikud koosnevad ainult süsinikust, vesinikust ja hapnikust
annaabi.ee 
