Seejärel lisasin ligikaudu mõõtkolvi neljandiku ulatuses vett koonilisse kolbi, kus sees olid juba peenestatud sepiku tükid.. Segasin kuni tekkis ühtlane mass. Seejärel valasin kogu ülejäänud vee ning loksutasin 2 minutit. Jätsin seejärel seisma 10 minutiks, mille möödudes loksutasin jälle 2 minuti vältel. Pärast seda seisid proovid veel 8 minutit toatemperatuuril. Seejärel filtreerisin kolvide sisu ning pipeteerisin 50ml sellest 150 ml koonilisse kolbi(igast proovist 2 paralleelkatset). Pipeteeritud lahusele lisasin fenoolftaleiini ning tiitrisin 0,1 N NaOH lahusega, kuni tekkis kerge roosa värvus. Katsetulemused: Vvesi(vee kogus)-250 ml Vtiitrimiseks(tiitrimiseks võetud lahuse maht)- 50ml Katse 1 m(sepiku kaalutis)= 25,00 g V1(0,1 N NaOH milliliitrite hulk, mis kulus tiitrimiseks)= 1,0 ml V2(0,1 N NaOH milliliitrite hulk, mis kulus tiitrimiseks)=1,0 ml Katse 2 m(sepiku kaalutis)= 25,00 g V1(0,1 N NaOH milliliitrite hulk, mis kulus tiitrimiseks)= 1,0 ml
avamise hetkest (20 minutit) Etteantud aja möödudes sulgeda ekstraktsiooni lõpetamiseks sisendklapp. Kui rõhk ekstraktoris on piisavalt langenud, tuleb avada ekstraktor ja proov eemaldada Kaaluda eemaldatud proov Arvutada saagis Töö tingimused: Rõhk 100 bar Temperatuur ekstraktorid 40 °C Tehti kaks paralleelkatset 1. Kaalutis enne koos paberiga 0,5019 g; kaaluti paber, 1,0702 g; kaaluti nutsakas, 0,2169 g. Kaalutis pärast ekstraheerimist koos paberi ja nutsakaga, 1,7705 g. 2. Kaalutis enne koos paberiga 0,5030 g; kaaluti paber, 0,8049 g; kaaluti nutsakas, 0,2715 g. Kaalutis pärast ekstraheerimist koos paberi ja nutsakaga, 1,5711 g. Kats Kaalutis enne Kaalutis Saagis (%) Keskväärtu Standardhä
Selleks valmistatakse esmalt standardlahusest kindel maht (meie näites 10 ml) glükoosilahust kontsentratsiooniga 0,25 mg/ml, mida seejärel lahjendaks 2 korda ning saadud teist lahjendust omakorda 2 korda. Iga lahust tuleb peale vee lisamist hoolega loksutada. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsioon viiakse läbi toatemperatuuril. Selleks nummerdatakse 6 kuiva ja puhast katseklaasi. 0-proov viiakse läbi destilleeritud veega. Uuritava lahusega tehakse kaks paralleelkatset. Iga glükoosilahusega üka katse. Katseklaasi nr1 pipeteeritakse 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov). Katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteeritakse 1 ml uuritavat lahust (2 paralleelproovi). Katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteeritakse igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi pipeteeritakse 3 ml tööreaktiivi ja loksutatakse saavutamaks ühtlane konsentratsioon. Fikseeritakse reaktsiooni algusaeg ja katseklaase hoitakse 20 minutit
HCl mõõtelahusega. HCl lisage tiitrimisnõusse büretist tilkhaaval, vett samal ajal 3. Na-kationiidi filtrid: pidevalt loksutades, kuni lahuse värvuse muutumiseni (värvus muutub kollasest üle Ca(HCO3)2 + Na2R = CaR + 2NaHCO3 oranži punaseks). Büreti alg- ja lõppnäitude vahest leitakse üheks tiitrimiseks regenereeritakse ~ 6 kuu pärast 5-10% NaCl lahusega: kulunud HCl ruumala (VHCl). Tehakse 3 paralleelkatset (lubatud erinevus ruumalates CaR + 2NaCl = CaCl2 + Na2R 0,1 ml). Arvutatakse saadud HCl ruumaladest keskmine. 4. H-kationiidi filtrid: H2R, regenereeritakse H2SO4-ga. Arvutused: Keskmise vesinikkloriidhappe ruumala VHCl (ml) ja tema kontsentratsiooni CHCl ÜLDKAREDUSEST SAAB LAHTI: (mmol/ml) abil leitakse tiitrimiseks kulunud vesinikkloriidhappe hulk
a kaliibrimiskõvera kindel piirväärtus, b kõvera tõus. Töökäik Standardite tegemine 100 ml mõõtkolbi I standardlahus sisaldab: 1 mg/l fenool, 1 mg/l parakresool, 1 mg/l 2,3-dimetüülfenool. II standardlahus sisaldab: 5 mg/l fenool, 5 mg/l parakresool, 5 mg/l 2,3-dimetüülfenool. III standardlahus sisaldab: 10 mg/l fenool, 10 mg/l parakresool, 10 mg/l 2,3-dimetüülfenool. Uuritav proov lahjendada 10 korda ehk 10 ml proovi ja 90 ml destilleeritud vett, teha 2 paralleelkatset. Tabel 1. Katse tulemused Fenool Parakresool 2,3-dimetüülfenool Piigi Piigi Piigi Kontsentratsioon, kõrgus, Kontsentratsioon, kõrgus, Kontsentratsioon, kõrgus, Lahus mg/l mm mg/l mm mg/l mm I 1 6 1 10 1 5
standardlahusest 10 ml glükoosilahust kontsentratsiooniga 0,25 mg/ml, mida seejärel lahjendasin 2 korda ning saadud teist lahjendust omakorda 2 korda. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsioon tööreaktiiviga viiakse läbi katseklaasides toatemperatuuri juures. Selleks asetatakse katseklaaside statiivi 6 puhast ja kuiva katseklaas, nummerdatakse. Kontrollkatse ehk 0-proov, mis näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni, viiakse läbi destveega. Uuritava lahusega tehakse 2 paralleelkatset, glükoosi standardlahusest valmistatud lahjendustega igaühega 1 katse. Katseklaasidesse pipeteeritakse 1 ml lahust ning 3 ml tööreaktiivi ning loksutatakse ühtlase kontsentratsiooni saavutamiseks. Fikseeritakse reaktsiooni algusaeg ning hoitakse 20 minutit toatemperatuuril. Lainepikkusel 410 nm määratakse optilised tihedused kõikides katseklaasides. Kontrollproovi väärtus lahutatakse kõikidest teiste lahuste optiliste tiheduste väärtustest.
Katseklaasid suletakse korkidega ja loksutatakse ühtlustamiseks läbi. Reaktsiooni läbiviimine Reaktsioon viiakse läbi katseklaasides toatemperatuuril. Selleks pannakse katseklaaside statiivi 6 puhast ja kuiva katseklaasi. Asjalik on ka katseklaasid markeriga ära märkida. Kontrollkatse, mis näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni, viiakse destilleeritud veega. Uuritava lahusega tehakse kaks paralleelkatset, glükoosi standardlahusest valmistatud lahjendustega igaühega üks katse: · Katseklaasi nr 1pipeteeritakse 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov) · Katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteeritakse 1 ml uuritavat lahust (paralleelproovid) · Katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteeritakse igasse 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust, mis on eelnevalt kirjutatud viisil valmistatud.
Reaktiivid. 0,5 n NaOH lahus, ff indikaator, etüületanaat (etüülatsetaat), kontsentreeritud HCI, 100-% etaanhape (jää-äädikhape), absoluutne etanool. Katse käik. 50-m1 mahuga klaaskorgiga suletavatesse täiesti kuivadesse kolbidesse pipeteeritakse esimene segu ja vastavalt praktikumi juhendaja korraldusele Kaks parallelkatset (kolbi), millesse on mõõdetud 5 ml 3n HCl + 5 ml vett pannakse eraldi riiulile seisma. Ning seejärel valmistatakse kaks paralleelkatset reaktsioonilahustest (5 ml 3n HCl+ 5 ml etüületanaati + X ml etanooli + X ml vett) kusjuures lisatava reagendi milliliitrite hulk X vastab üliõpilase koodi viimasele numbrile Tähelepanu! Kõikidel juhtudel tehakse ka paralleelkatse. Iga kolb suletakse kiiresti ning jäetakse seisma vähemalt 48 tunniks (veel parem nädalaks), vahetevahel loksutades. Auramise vältimiseks on oluline, et lihvid oleksid tihedalt suletud. Kolbe pole vaja termostateerida, sest
katseklaasi korgiga ning loksutasin segamini. Antud lahjenduste katseklaasid olid vastavalt märgistatud. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsioon tööreaktiiviga viiakse läbi katseklaasides toatemperatuuri juures. · Asetasin katseklaaside statiivi 6 puhast, kuiva katseklaasi ja nummerdasin. · Kontrollkatse ehk 0-proov, mis näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni, viisin läbi destilleeritud veega. · Filtreeritud sidrunimahlaga tegin 2 paralleelkatset, glükoosi standarslahusest valmistatud lahjendustega igaühega 1 katse. · Katseklaasi nr 1 pipeteerisin 1 ml destilleeritud vett. · Katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteerisin 1 ml filtreeritud sidrunimahla. · Katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteerisin igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. · Igasse katseklaasi pipeteerisin 3 ml tööreaktiivi ja loksutasin kohe, et saavutada ühtlane kontsentratsioon.
vett. Teise lahuse valmistamiseks võtsin esimesest lahusest 5 ml ja lisasin sellele 5 ml vett. Kolmas lahus valmis analoogselt teisele. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsiooni viisin läbi toatemperatuuril. Võtsin 6 puhast ja kuiva katseklaasi ning nummerdasin need. Kontrollkatse ehk 0-proov näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni, see viiakse läbi destilleeritud veega. Uuritava lahusega tegin 2 paralleelkatset, glükoosi standardlahusest valmistatud erinevate kontsentratsioonidega lahjendustega tegin igaühega ühe katse. Katseklaasi number 1 pipeteerisin 1ml destilleeritud vett, katseklaasidesse number 2 ja 3 olin juba varasemalt filtrima pannud 1ml uuritavat lahust, milleks oli lahjendatud apelsinimahl. Katseklaasidesse 4, 5 ja 6 pipeteerisin igaühte 1ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi lisasin 3 ml tööreaktiivi ning loksutasin segu kohe, et saavutada ühtlast
Reaktiivid. 0,5 n NaOH lahus, ff indikaator, etüületanaat (etüülatsetaat), kontsentreeritud HCI, 100-% etaanhape (jää-äädikhape), absoluutne etanool. Katse käik. 50-m1 mahuga klaaskorgiga suletavatesse täiesti kuivadesse kolbidesse pipeteeritakse esimene segu ja vastavalt praktikumi juhendaja korraldusele Kaks parallelkatset (kolbi), millesse on mõõdetud 5 ml 3n HCl + 5 ml vett pannakse eraldi riiulile seisma. Ning seejärel valmistatakse kaks paralleelkatset reaktsioonilahustest (5 ml 3n HCl+ 4 ml etüületanaati + 1 ml etanooli) Tähelepanu! Kõikidel juhtudel tehakse ka paralleelkatse. Iga kolb suletakse kiiresti ning jäetakse seisma vähemalt 48 tunniks (veel parem nädalaks), vahetevahel loksutades. Auramise vältimiseks on oluline, et lihvid oleksid tihedalt suletud. Kolbe pole vaja termostateerida, sest antud reaktsiooni tasalkaalu mõjutab temperatuur vähe. (Miks?) Iga reagendi hulk määratakse kaalumise teel
Eemaldada kork uuritava ava eest ja lasta vee voolul stabiliseeruda. Nihutada mõõteanum 3 veejoa alla ning mõõta aeg, mille jooksul ujuk 6 tõuseb fikseeritud algpunktist lõpp-punktini. Kasutades kaliibrimisgraafikut (lisa 1), määrata vedeliku maht, mis antud ajavahemikus välja voolas. Nihutada mõõteanum 3 veejoa alt, avada põhjaklapp 5 ning lasta veel voolata paaki 1. Mõõta veekihi kõrgus ava tsentri kohal kasutades nivootoru 25. Iga ava jaoks tuleb läbi viia 3 paralleelkatset. Tulemused kanda tabelisse 2.1. Kui kõik mõõtmised on sooritatud, tuleb pump 16 välja lülitada. 11 Ava kulukoefitsientide määramine Statsionaarne reziim Ava Veekihi Välja voolanud Aeg, s Vee tegelik Vee teor. Kulu kõrgus ava vee maht, l kiirus, m/s kiirus, koefit- kohal, m m/s sient, 1
3) Nihutada mõõteanum 3 veejoa alla ning mõõta aeg, mille jooksul ujuk 6 tõuseb fikseeritud algpunktist lõpp-punktini. Kasutades kaliibrimisgraafikut (lisa 1), määrata vedeliku maht, mis antud ajavahemikus välja voolas. 4) Nihutada mõõteanum 3 veejoa alt, avada põhjaklapp 5 ning lasta veel voolata paaki 1. 5) Mõõta veekihi kõrgus ava tsentri kohal kasutades nivootoru 25. Iga ava jaoks tuleb läbi viia 3 paralleelkatset. Tulemused kanda tabelisse 2.1. 6) Kui kõik mõõtmised on sooritatud, tuleb pump 16 välja lülitada. 2.5. ARVUTUSED 1. Toru ristlõike pindala, kui sisediameeter on 12,7 mm: 2. Vee tegelik kiirus 3. Vee teoreetiline kiirus w 2 = 2 gH 4. Ava kulukoefitsendi väärtus valemist V = S0 2 gH KOKKUVÕTE Sooritasime katse, mille käigus tuli leida erinevate avade kulukoefitsendid. Kirjanduses on teravaservalise väljavooluava puhul kulukoefitsiendi väärtuseks = 0,62,
Eemaldada kork uuritava ava eest ja lasta vee voolul stabiliseeruda. Nihutada mõõteanum 3 veejoa alla ning mõõta aeg, mille jooksul ujuk 6 tõuseb fikseeritud algpunktist lõpp-punktini. Kasutades kaliibrimisgraafikut (lisa 1), määrata vedeliku maht, mis antud ajavahemikus välja voolas. Nihutada mõõteanum 3 veejoa alt, avada põhjaklapp 5 ning lasta veel voolata paaki 1. Mõõta veekihi kõrgus ava tsentri kohal kasutades nivootoru 25. Iga ava jaoks tuleb läbi viia 3 paralleelkatset. Tulemused kanda tabelisse 2.1. Kui kõik mõõtmised on sooritatud, tuleb pump 16 välja lülitada. Ava kulukoefitsientide määramine Statsionaarne režiim Ava Veekihi Välja voolanud Aeg, s Vee tegelik Vee teor. Kulu kõrgus ava vee maht, l kiirus, m/s kiirus, koefit- kohal, m m/s sient, α 1
Väiksem mõõdetav suurus x1 võib esitada järgneva võrrandiga. xl = xbl + k sbl k-numbriline faktor, vastavalt eeldatud tasandil x bl- tühiproovi keskmine s bl- tühiproovi standardhälve sageli võetakse avastamispiiriks sbl või 3x signaal- müra suhe AA-spektromeetrias on levinud meetod avastamispiiri leidmiseks- R(ulatus) kaarti koostamine, kus mõõdetakse 10-l erineval korral uuritava elemendi tühiproovi signaali ( tehes kaks paralleelkatset). 4.5 Määramispiir (ka kvantitseerimispiir), (LoQ) Madalaim analüüdi sisaldus proovis, mida antud meetod võimaldab usaldusväärselt kvantitiivselt määrata. Alates sellest piirist on õigustatud kvantitiivse analüüsi tulemuse esitamine numbriliselt. Tavaliselt võetakse määramispiiriks 10 sbl või 10x signaal- müra suhe. Määramispiiri saab ka arvutada kasutades R-kaarti. Määramispiiri ja avastamispiiri vahele jäävas sisalduste vahemikus on soovitav tulemus esitada näit
2,5+7,5 ml 5+5 ml 5+5 ml Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsioon tööreaktiiviga viiakse läbi katseklaasides toatemperatuuri juures. Selleks asetatakse katseklaaside statiivi 6 puhast, kuiva katseklaasi ja nummerdatakse. Kontrollkatse ehk 0-proov, mis näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni, viiakse läbi destilleeritud veega. Uuritava lahusega tehakse kaks paralleelkatset, glükoosi standardlahusest valmistatud lahjendustega igaühega üks katse. 90 Katseklaasi nr1 pipeteeritakse 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov). Katseklaasidesse nr 2 ja 3 pipeteeritakse 1 ml uuritavat lahust (2 paralleelproovi). Katseklaasidesse nr 4, 5 ja 6 pipeteeritakse igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust, mis valmistati ülalkirjeldatud viisil (vt. standardlahuse lahjendamine).
bakterirakke söötmel, mis sisaldas normaalsete väävli või fosfori isotoopide asemel radioaktiivseid. Nii paljundati rakkude kasvatamisel 35S sisaldaval söötmel faagi, kus radioaktiivselt olid märgistatud valgud, DNA aga mitte. Kui söötmesse oli lisatud 32P, kuid mitte radioaktiivne väävel, sisaldasid paljunemistsükli läbinud faagipartiklid radioaktiivselt märgistatud DNA-d ja valkudesse radioaktiivsust ei lülitunud. Viidi läbi 2 paralleelkatset: 1) 35S-ga märgistatud T2 partiklitega nakatati E. coli rakke mõne minuti vältel. Seejärel viidi nakatatud rakukultuur segistisse (blender) ning tsentrifuugiti rakud põhja. Enamus radioaktiivsusest jaotus rakupinnalt vabanenud faagi valkude koostises supernatanti. 2) 32P-ga märgistatud T2 partiklite puhul viidi läbi sama protseduur. Sel juhul jäi enamus radioaktiivsust pärast rakkude põhjatsentrifuugimist rakkudesse.
bakterirakke söötmel, mis sisaldas normaalsete väävli või fosfori isotoopide asemel radioaktiivseid. Nii paljundati rakkude kasvatamisel 35S sisaldaval söötmel faagi, kus radioaktiivselt olid märgistatud valgud, DNA aga mitte. Kui söötmesse oli lisatud 32P, kuid mitte radioaktiivne väävel, sisaldasid paljunemistsükli läbinud faagipartiklid radioaktiivselt märgistatud DNA-d ja valkudesse radioaktiivsust ei lülitunud. Viidi läbi 2 paralleelkatset: 1) 35S-ga märgistatud T2 partiklitega nakatati E. coli rakke mõne minuti vältel. Seejärel viidi nakatatud rakukultuur segistisse (blender) ning tsentrifuugiti rakud põhja. Enamus radioaktiivsusest jaotus rakupinnalt vabanenud faagi valkude koostises supernatanti. 2) 32P-ga märgistatud T2 partiklite puhul viidi läbi sama protseduur. Sel juhul jäi enamus radioaktiivsust pärast rakkude põhjatsentrifuugimist rakkudesse.
annaabi.ee 
