katseks võtta. Mõõtsin mõõtesilindriga 250 ml koonilisse kolbi nii palju vett, kui palju arvutades sain ning lisasin tõmbe all väikese mõõtesilindriga vajaliku koguse (samuti katsele eelnenud arvutuste alusel)HCl. Sulgesin kolvi ning segasin seda tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Tegin saadud lahusest 5 kordse lahjenduse. Selleks pipeteerisin destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust. Enne vajaliku koguse pipeteerimist loputasin pipetti iga kord selle lahusega läbi s.t. et ma loputasin iga kord pipetid (ja ka büreti) töölahusega ning alles siis mõõtsin endale katseks vajaliku koguse lahust. Lisasin 20 ml lahusele nii palju destilleeritud vett, et 100 ml mõõtekolb oleks vastava kriipsuni täidetud. Loksutasin saadud lahust intensiivselt. Pipeteerisin destileeritud veega loputatud koonilisse kolbi 10 ml 5 kordse lahjendusega HCl lahust ning lisasin 3 tilka fenoolftaleiini. Büreti
Hoida nuppu all ja samaaegselt asetada pipett otsikuga lahusesse, mida soovitakse pipeteerida. Aeglaselt lasta pipeti nupp lahti. Jälgida pipeti otsiku täitumist lahusega. Edasi viia automaatpipett katseklaasi kohale ning uuesti vajutada pipeti keskel olevale nupule. Vajutada lõpuni st nii kaugele kuni pipett võimaldab. NB! Pipeteerimisel kehtib reegel, et pipetti hoitakse püstises asendis, mitte nurga all. Lahust ei tohi sattuda pipeti sisemusse! Enne järgmise lahuse pipeteerimist loputada pipeti otsik destilleeritud veega või kasutada uut otsikut. Katse 1 Reaktsiooni kiiruse sõltuvus lähteainete kontsentratsioonist Kaheksa katseklaasi jagada neljaks paariks. Ühes katseklaasis igast paarist on väävelhappelahus, teises naatriumtiosulfaadilahus, mille kontsentratsioon paariti erineb. Algul täita neli katseklaasi H2SO4 lahusega igasse katseklaasi 6 cm3 (6 mL). Erineva kontsentratsiooniga Na2S2O3 lahused valmistada järgmiselt:
Terviserisk saab leevendada rakendades neid soovitusi (Männik, 2009): · Kasuta mitmekanalilisi/elektroonilisi pipette · Kasuta uusimaid päästikmehhanisme · Kasuta minimaalselt jõudu · Kasuta pipette, mis sobivad kõige paremini kätte · Randmed peavad olema otse neutraalses positsioonis · Väldi käsivarre toetumist vastu teravaid ääri · Limiteeri pipeteerimise intervalle 30 minuti või vähemani · Roteeri pipeteerimist nõudvaid tegevusi teiste tegevustega · Vähenda küünitamist asetades kõik vajalik võimalikult lähedale · Tööta nii, et küünarnukid oleksid võimalikult keha lähedal · Püüa tagada selja toestus · Püüa tagada tugi ka jalgadele · Jaga koormust parema ja vasaku käe vahel Mikrokoobiga töötamine Mikroskoobi kasutamine võib põhjustada terviseprobleeme ebamugavate tööasendite tõttu.
sidemete ja vastasmõjudega. Kui valgu ruumilises struktuuris grupeeruvad ümber ruumilist struktuuri fikseerivad nõrgad sidemed, aga säilivad aminohappeid ühendavad peptiidsidemed, siis sellist lagunemist nimetatakse denaturatsiooniks. Taastumine on renaturatsioon. Valkude reaktsioonide tüübid: kvantitatiivsed reaktsioonid -Kvalitatiivse analüüsi meetodid ei nõua reeglina reagentide täpset doseerimist (kaalumist, pipeteerimist), vaid piirduda võib silmamõõduga ning suurusjärgu arvestamisega. mis tähendab kvantitatiivne, mis kvalitatiivne? kvalitatiivsed reaktsioonid- Kvalitatiivsed reaktsioonid võimaldavad kindlaks teha mingi keemilise elemendi, funktsionaalse rühma, ühendi või ühendite rühma olemasolu või puudumist uuritavas materjalis.(värvusreaktsioonid, väljasadestamine, väljasoolastamine) Kvalitatiivseid reaktsioone on kahte tüüpi:
6 Minu rada: 11 Mida näen geelis oma rajal? Mida saan sellest geelipildist järeldada? Näen oma rajalt, et minu DNA fragment on kuskil 600-700 aluspaari pikkune, mis on ka täiesti korrektne, kuna kasutasin Dystonini(DST), mis on eelantud tabeli järgi 644 aluspaari pikkune. Samas saan järeldada, et DNA kontsentratsioon on suur. Mis juhtub, kui DNA laadimispuvrit lisada arvutatust 2x rohkem? Mis juhtub, kui seda PCRi produktile enne geelile pipeteerimist üldse ei lisata? Ei tohiks nagu midagi juhtuda. Kui me puhvrit üldse ei lisa, siis ei näe pärast oma DNA bände ja seda on algselt raksem hambasse pipeteerida. DNA võib hambast välja voolata. Mis juhtub migreeruva DNA-ga, kui elektroforees „ununeb“ jooksma mitmeks tunniks? Kus on DNA? Mida kauem hoidad, seda kaugemale DNA liigub. Lõpuks meil ei ole geelis enam DNAd näha, sest DNA läheb puhvrisse. Praktiline töö nr.4: DNA puhastamine agaroosgeelist
kolooniaid, kus on vaid tühi plasmiid. e) Ligeerimisprotokoll: 1. Pipeteerida ligeerimissegu (kokku 5 l): 1 l puhastatud PCR produkti 1 l plasmiidi (9ng/ l) 0,5 l 10x ligeerimispuhvrit 0,5 l e. 5 ühikut T4 DNA ligaasi (5 U/l)(hoida jääl või külmakehas) 2 l Milli-Q vett 2. Homogeniseerida lahus pipeteerimise või vortexi teel (kasutasin pipeteerimist). 3. Vajadusel tsentriguugida segu põhja (kuna kogu ligeerimissegu pipeteerisin põhja ühte tilka kokku ning vortexit ei kasutanud, polnud vajadust tsentrifuugimiseks). 4. Ligeerida +4oC juures üleöö. 4. Transformeerimine a) Kompetentseteks nimetatakse rakke, mis on võimelised sisse võtma DNA-d. Kompetentsus võib olla kas loomulik või kunstlik, saavutatud laboritingimustes.
aukudega plaadike Töö käik: 1. Kasutades 1 ml pipetti tegin 15-ml falconisse 5,5ml 30% homogeenset pesuvahendilahust (1,65 ml peduvahendit ja 3,85 ml vett) 2. Pipeteerisin kahte eppendorfi 1,55 ml lahust (mõlemasse) 3. Pipeteerisin alles jäänud lahus 200 μl kaupa plaadi aukudesse. Lahust jätkus 10 augu jaoks. Järeldus: lahust pidi jätkuma 12 augu jaoks, kuna pärast eppendorfi pipeteerimist jäi 5,5 – 2 ∙ 1,55 = 2,4 ml lahust. Ja kui pipeteerida 200 μl (0,2 ml) kaupa, pidi olema täidetud 2,4/0,2 = 12 augu. Viga võiks tulla ebatäpsest esialgse lahuse pipeteerimisest ja kindlasti sellest, et detergendi lahus kipub vahutama, seda ei saa pipetti siis enam päris õiget mahtu. Silmamõõt Vajalikud materjalid: erinevate veekogustega eppendorfide rida (strip) – 8 tk Töö käik: 1. Hindasin silmaga mitu μl vett igas tuubis Minu tulemused: 1
kondensati kätte või vortexiga segada. Täidetud pipett ei tohi jaatta horisontaalseisundil , seest on suur oht pipetti vedelikuga saasta. Tavaliselt pipeteeritakse suuremad kogused esimesena, ning pärast lisatakse väiksemad kogused peale. Selleks, et olla kindel, et kogu pipeteeriv vedelik läks otsikust lahusesse, mina suspendeerisin paar korda edasi-tagasi (eriti kui pipeteeriv kogus on väga väike), kuna isegi kui teostada pipeteerimist korrektselt, jaavad mõned tillukesed otsiku senal. Mõnikord sama otsikuga on mugav selle lahuse segada, aga kindlasti tuleb lahusega kontamineeritud otsik ära visata. Viskoosse lahuse pipeteerimine tekkitas mul probleeme: pesuvahend vahutas ja ei õnnestunud kogu tõmmatud lahust kätte saada. Selles ettapis oli minu poolt tehtud viga – pipeteerisin liiga kiiresti ja ei kasutanud pahupidi tehnikat.
- gaasi eraldumist, - muid silmaga nähtavaid muudatusi. Nagu nimetus ütleb, ei näita need reaktsioonid uuritava komponendi kvantitatiivset sisaldust uuritavas materjalis, küll aga võivad paljud neist kombineerituna teiste uurimismeetoditega (näiteks värvusreaktsioon koos kolorimeetrilise mõõtmisega) olla aluseks kvantitatiivsete analüüside läbiviimisel. Kvalitatiivse analüüsi meetodid ei nõua reeglina reagentide täpset doseerimist (kaalumist, pipeteerimist), vaid piirduda võib silmamõõduga ning suurusjärgu arvestamisega. Käesolevas töös kasutatakse reaktsioonianumana normaalkatseklaase, kus 1-milliliitrisele mahule vastab umbes 1 cm kõrgune vedeliku nivoo. Järgnevalt kirjeldatakse biokeemias oluliste ainegruppide valkude, süsivesikute ja lipiidide kvalitatiivse analüüsi mõningaid meetodeid. 1.1 VALKUDE REAKTSIOONID
annaabi.ee 
