klaaspugaga pidevalt segades 10 minutit. Jälgisime liha värvuse muutumist. Enne kuumutamist oli liha roosaka värvusega ning hakkas kohe kuumutamise alguses muutuma beezikaks. 10 minuti möödudes oli liha pruunika-beezi värvusega. Müoglobiin on lihaskiudude valk, mis annab toorele lihale värvuse, värvuse muutumise põhjustab müoglobiini denaturatsioon. Seejärel viisime nii toore kui ka kuumutatud liha proovid 50 ml vee abil koonilisse kolbi ning loksutasime neid käsitsi kolbides 10 minutit. Sel viisil saadud toore ja termiliselt töödeldud liha vesiekstraktid filtrisime läbi paberfiltri ülejäänud kahte koonilisse kolbi. Järgnesid toorelt ja termiliselt töödeldud lihast väljaekstraheerunud valkude koguse võrdlemine, milleks teostasime järgnevad katsed: 1. Võtsime kaks katseklaasi. Ühte neist pipeteerisime 5 ml kuumutatud liha ekstrakti, teise 5 ml toore liha ekstrakti. Mõlemasse katseklaasi pipeteerisime lisaks 1 ml 20%-
vahutamise vältimiseks 10 20 ml destilleeritud vett, peale seda lisasime 50 ml 1N HCl lahust. Edasi katsime kolbi lehtriga ning kuumutasime keemiseni. Lahust lasime keeda 5min, seda pidevalt loksutades. Seejärel lasime segul aeglaselt jahtuda toatemperatuurini. Kui lahus on jahtunud, kandsime kogu vedeliku 250 ml mõõtkolbi. Kolbi pidi täitma kriipsuni. Kuna meil nii palju lahust polnud, siis lisasime juurde destilleritud vett, et lahus oleks kriipsuni siis loksutasime segi ning filtreerisime. Järgmisena pipeteerisime 100 ml suurusesse koonilisse kolbi 25 ml filtraati, lisasime Fe- ja Al- ühendite sadestumise vältimiseks 2 ml 20%-list Seignett'i soola ja paar tilka fenoolftaleiini. Seejärel tiitrisime 0,1 N NaOH-lahusega püsiva roosa värvuse ilmumiseni. Arvutuskäik: Valem: HCl NaOH Leelisuse CaCO3 % = p= lubiväetise kaalutis = = 0,2g HCl = = 5 ml E - CaCO3 molaarmass (40+12+3·16=100) Tiitrimise tulemus 7,88 Arvutamine:
Tegime filterparebi märjaks destilleeritud veega. Siis valasime lehtri abil 5...6 cm3 10%-st soolhappelahust katseklaasi, jälgides et katseklaasi ülaosa ei puutuks happega kokku. Asetasime metallitüki niisutatud filterpaberiga katseklaasi seinale u. 2 cm allapoole avaust ning sulgesime katseklaasi hermeetiliselt. Seejärel liigutasime jälle bürette nii, et vee nivood ühtiksid. Märkisime ühelt büretilt üles näidu V1. Pärast seda kukutasime metallitüki happesse ja loksutasime, et paber võimalikult rohkem avaneks. Lasime eraldunud vesinikul jahtuda senikaua, kuni vee nivoo enam ei muutunud. Siis sättisime jälle büretid sellisele kõrgusele, et ve nivood oleksid samal kõrgusel ning märkisime samalt büretilt, kus ennegi, üles uue nivoo näidu V 2. · Katseandmed Püld=101,9 kPa=101900 Pa PH2O=18,7 mmHg=2493,1 Pa T=21+273=294 K RH= 49% V1=10,2 ml V2=18,6 ml V3=18,6-10,2=8,4 ml=0,0084 dm3 M(Mg)=24,3 g/mol mtegelik=8,3 mg
Määrasime pH universaalindikaatori värvide skaala alusel. Märgtuhastamine: Alustades märgtuhastamisega kaalusime täpselt 0,5g orgaanilist väetist ning panime selle Kjeldahli number üks põletuskolbi, millele lisasime 3 ml kontsentreeritud H 2SO4 ja katalüsaatorina 1 tera seleeni. Seejärel kuumutati kolbi kuumutusplokil kuni kolvis olev lahus muutus selgeks. Pärast jahtumist pesti kolvi sisu 100 ml mõõtekolbi, täitsime kolbi destilleeritud veega kriipsuni, loksutasime ning filtreerisime. Toortuha määramine: Selleks võtsime portselantiigli nr 15 mille tühimass oli 17,46g. Tiigel täideti ca 66% ulatuses orgaanilise väetisega. Kaalumise tulemuseks oli 21,88g millest 4,42g oli orgaanilise väetise mass. Seejärel asetasime tiigli ahju. Kuumutamist alustati madalamatest temperatuuridest, et väetis ei söestuks ega põlema süttiks. Kui gaasid olid eraldunud, suleti muhvelahju uks ja temperatuur tõsteti kuni tumepunase hõõgeni (500...600ºC)
112332 Tallinn 2014 Lipiidide eraldamine ja hüdrolüüs 1. Lipiidide eraldamine Analüüsitavaks prooviks oli räim, uuritava proovi mass oli 1,33g. Lipiidide eraldamiseks lisasime 27 ml kloroform:metanool (2:1) segu, homogeniseerisime kudet 2 minutit ning filtreerisime paberfiltriga. Filtrimise teel saime 23 ml lahust, millele lisasime 4,6 ml 0,9% NaCl lahust. Loksutasime, lasime kihistuda ning eemaldasime veekihi. Alles jäi 16 ml kloroformi lahust, millele lisasime 4 ml vesi:metanool (1:1) segu, loksutasime, lasime kihistuda (paremaks lahutamiseks kasutasime tsentrifuugi) ning eemaldasime veekihi. Saadud kloroformilahuse kuivatasime Na2SO4-ga. Filtreerisime lahuse paberfiltriga ning kasutades vaakumrotatsioonaurutit roteerisime solvendi pealt ära. Kolbi jäänud sademe kaalutis oli 0,0438g=43,8 mg, arvestame, et lipiide oli ~40 mg. 2
2 2 3,5 1,3 3 3 5 1,5 Neljandas kolvis oli kontrolllahus. Kolvid täitsin peaaegu mõõtjooneni foonilahusega. Igasse kolbi lisasin 0,3-0,5 g naatriumsulfiti lahustunud hapniku redutseerimiseks ja 0,5 ml 0,5 % zelatiini lahust maksimumide tekke vältimiseks. Seejärel täitsin kolvid foonilahusega mõõtjooneni, loksutasime ja jätsin 15 min seisma. Seejärel pesin elektrolüüseri analüseeritava lahusega, täitsin selle nii, et lahuse pind oleks 10-15 mm tilkelektroodist kõrgemal. Mõõtsin voolu sõltuvust pingevahe muudusest. Difusioonivoolu tugevuse, mis iseloomustab elektroodil kulgeva protsessi, ja depolarisaatori kontsentratsiooni vahel tasakaalu olukorras on lineaarne seos: Id = kC
1. Võtsime antud ensüümi alkalaasi ja tegime segu: 0,0055 grammi ensüümi (kaalusime analüütilistel kaaludel) lahjendasime 5 ml-ni boraat puhvri lahuega. 2. Võtsime 50 ml-lise katseklaasi ja valasime sinna kaseiini, panime 10ks minutiks termostaati 30ne kraadi juurde soojenema 3. Siis valmistasime 4 katseklaasi kuhu panime TKÄ 3 ml igasse. 4. Kui 10 minutit möödus, võtsime 1 ml ensüümi lahust elektroonpipetiga ja panime selle kaseiini, loksutasime ja võtsime 3ml 0-proovi, lisasime selle 2 esimesse katseklaasi TKÄga. Siis panime 5ks minutiks seisma termostaati, et lahu hüdrolüüsiks edasi. Pärast 5 minuti võtsime veel proovi 3ml ja panime selle teisse katseklaasi TKÄga. Sama protsessi kordusime 10ne ja 15ne minuti pärast. 5
3. Panime taimelehed uhmrisse ja uhmerdasime need ühtlaseks massiks. 4. Valmistasime ~ 15ml heksaani ja etanooli (suhtes 2:1) ekstraheerimissegu ning lisasime selle uhmris olevale massile. 5. Filtreerisime saadud segu läbi süstla jaotuslehtrisse. Jälgides enne, et jaotuslehtri kraan on kinnises asendis. 6. Lisasime jaotuslehtris olevale segule ~ 10ml destilleeritud vett ja sulgesime jaotuslehtri korgiga. 7. Loksutasime jaotuslehtrit ettevaatlikult pikitelje suunas, hoides seda mõlema käega (ühega toetades korki ning teisega kraani). Samal ajal jälgides, et kork ja kraan oleksid suunatud iseendast kui ka kaasõpilastest eemale. Aeg-ajalt pöörasime jaotuslehtri kraanipoolset otsa ülespoole, et tekkinud ülerõhku, kraani ettevaatlikult avades, välja lasta. 8. Asetasime jaotuslehtri ettevaatlikult tagasi rõngale ja eemaldasime korgi, et
Kokkuvõte või järeldused: Järeldused:Kõige kiirem kalgendumine oli 3,39 min. ja sinna oli lisatud juurde ka kõige enam CaCl2. Kõige aeglasem kalgendumine toimus 46,29 min. ja sinna ei olnud lisatud CaCl2-te. Järeldada võib, et CaCl2 kiirendab kalgendumist. Samuti muudab CaCl2 lisamine pH-d madalamaks. Meie piima sobivus ensümaatiliseks kalgendiks võib nimetada väga heaks, sest kalgendi moodustamise algus toimus väga kiiresti. Või: Valmistasin võid 200 ml rõõsast koorest(35%). Loksutasime koort kokku klaaspurgis 4 minutit, maksimaalne kogus petti oli selleks ajaks eemaldunud. Kuna koor oli külm, siis eraldus ka koor aeglasemalt kui oleks sooja puhul eraldunud. Või väljatuleku kaaluks sain 88,8g. Ja väljatuleku saagisprotsendiks saime 44,82%. Rasvaprotsent võil oli 78,83%, mis ei vasta või nõudmistele, sest võiks hakatakse lugema toodet, mille rasvaprotsent on vähemalt 82%. Organoleptiliselt oli või väga ilus kollane, võiterasi ei olnud näha, maitse koorene ning
vooluallikas sisse (pinge 150V, voolutugevus 30 mA). 3. Jätsime foreesiaparaati üheks tunniks kuni markerina kasutatav broomfenoolsinine on geeli lõpuni jõudnud. 4. Lülitasime foreesiaparaati elektrivõrgust välja, kogusime puhvrivannidest puhver kokku ja valasime tagasi puhvri pudelisse. 5. Võtsime geeli aparaadist välja, ettevaatlikuslt eraldasime klaasplaadid teineteisest. 6. SDS-i eemaldamiseks pesime geeli veega 10 minutit, loksutasime geeli veega, vahetades vett 10 min jooksul 3 korda. 7. Panime geel ööseks Coomassie G250 värvilahusesse. 8. Valasime värvilahus tagasi purki. Seleks, et bändid taustast ilusasti eristuksid geeli pesti korduvalt veega. 9. Pildisasime geeli. Tulemused : Figure 2 Geelipilt Geelipildi analüüsiks kasutasin Paint programmi. Kuna EPGluC bändi asukoht on kahtlane, kalibreerimisgraafiku koostamiseks kasutasin redeli bände. Leidsin iga bändi asukoha,
all, et klaas ei puruneks liigse külma tõttu. Võtsime keeduklaasi välja ning kuivatasime ja kaalusime selle koos kisselliga. Arvutasime saadud kiselli massi: keeduklaasi kaal ilma kissellita 129,23 g ja koos kisselliga 326,45 g. Kisselli m=197,22. Kissellist tärklise sadestamine ja lahuse valmistamine invertsuhkru sisalduse määramiseks: 250 ml mõõtekolbi kaalusime 20,63 g valmistatud kisselli. Lisasime ca 170 ml destilleeritud vett ja loksutasime ühtlaselt kuni lahuse tekimiseni. Lahusele lisasime 30 ml küllastunud Ba(OH)2 lahust tärklise sadestamiseks. Kolbi täitsime destilleeritud veega kuni mõõtejooneni, loksutatasime ning jäetsime seisma kuni sademe langemiseni kolvi põhja. Lahuse filtrisime läbi kuiva voltfiltri keeduklaasi. Invertsuhkru sisalduse määramine tsüanaatmeetodil: Büreti täitsime filtritud kisselli lahusega. 250 ml koonilisse kolbi pipeteerisime 20 ml 1%-list
standardlahuste mahud ml-s. Kolvi nr. Cu2+ Cd2+ Zn2+ 1 1 2 1 2 2 3,5 1,3 3 3 5 1,5 Neljandasse kolbi andis õppejõud kontrolllahuse. Kolvid täitsime peaaegu mõõtejooneni foonilahusega. Igasse kolbi lisasime spaatlitäie naatriumsulfitit lahustunud hapniku redutseerimiseks ja 0,5 ml 0,5 % zelatiini lahust maksimuide tekke vältimiseks. Seejärel täitsime kolvid foonilahusega mõõtejooneni, loksutasime ja jätsime 15 minutiks seisma. Elektrolüüseri täitsime polarografeeritava lahusega, eelnevalt loputasime elektrolüüserit elavhõbeelektroodi antud lahusega kolm korda. Lahuse pind peab olema 10-15 mm kõrgemal tilkelektroodi otsast. Elavhõbetilkelektroodi elavhõbeda reservuaari tõstetakse statiivil üles. Seejärel saime pinge-voolutugevuse kõver ehk normaalpolarogrammi, mille astmeid nimetatakse polarograafilisteks laineteks.
c) Geelipildilt on näha, et PCR on tõenäoliselt ebaõnnestunud, kuna bändi pole näha (peaks olema noolega märgitud kohas). Põhjuseks võib olla ebatäpsus. Edasiseks tööks sain L-Envo pEGFP-C2. 2. PCR-i produkti puhastamine a) Kaalusime 1,5g agaroosi, viisime mahu TAE puhvriga 100ml-ni ja kuumutasime segu mikrolaineahjus, kuni agaroos täielikult lahustus. Seejärel jahutasime lahust ringjate liigutustega loksutades. Jahtunud segule lisasime 0,5l EtBr, loksutasime ning valasime lahuse geelialusele. Lasime geelil tarduda. b) Kuna produktide pikkus varieerus 300-2000 bp vahel, siis valmistasime 1,5% agaroos geeli. Mida pikemad produktid, seda lahjem peab olema geel, ning vastupidi. c) Kontrollgeeli valasime selleks, et hinnata, kas puhastamine on olnud efektiivne. Kui segusse on jäänud peale soovitava produkti muid jääke, on kontrollgeeli pildil näha peale õige pikkusega lõigu ka teisi bände
annaabi.ee 
