Praktiline töö Eesmärk: määrata küünla (parafiini) kütteväärtus Töövahendid: statiiv, kolb, mõõtesilinder, kaal, temperatuuri mõõtev aparatuur, küünal, kaas (kolbi ava isoleerimiseks) Sõltumatu suurus: vee kogus Sõltuv suurus: ära põlenud parafiini mass, temperatuur Konstantsed suurused: vee erisoojus (c = 4200 J/(kg·ºC)), aeg (kui kaua vett küünla kohal kuumutasime) Töö käik: kokku tegime neli katset, esimesel katsel võtsime 50ml, teisel 60ml, kolmandal 70ml ja neljandal 90ml vett esmalt mõõtsime põletamata küünla massi, hiljem iga kord pärast põletamist, et saada ära põlenud küünla massi koguse (m) vee kallasime kolbi ning asetasime statiivi abil küünla leegi kohale nii, et leek puudutas kolbi põhja
Denatureerumisprotsess algab juba küllaltki madalatel temperatuuridel (30-35ºC) ja kulgeb kiiresti kuni temperatuurini 60-65ºC. Nimetatud temperatuuri saavutamisel on umbes 90% valkudest denatureerunud. Temperatuuri edasisel tõstmisel kuni 100ºC säilitab väike osa (5%) valkudest siiski lahustuvuse. Töö käik: Peenestasime käsitsi väherasvase sealiha ning kaalusime kummassegi keeduklaasi umbes 5 g peenestatud liha. Ühe keeduklaasi lihaga panime keevale vesivannile ning kuumutasime seda klaaspugaga pidevalt segades 10 minutit. Jälgisime liha värvuse muutumist. Enne kuumutamist oli liha roosaka värvusega ning hakkas kohe kuumutamise alguses muutuma beezikaks. 10 minuti möödudes oli liha pruunika-beezi värvusega. Müoglobiin on lihaskiudude valk, mis annab toorele lihale värvuse, värvuse muutumise põhjustab müoglobiini denaturatsioon. Seejärel viisime nii toore kui ka kuumutatud liha proovid 50 ml vee abil koonilisse kolbi ning
Protokoll nr. 2 Lubiväetise neutraliseerimisvõime määramine Töö käik: Võtsime lubiväetise purgist nr. 12. Kaalusime väetist 2.00g. Panime kaalutise kolbi. Enne soolhappe lisamist lisasime liigse vahutamise vältimiseks 10 20 ml destilleeritud vett, peale seda lisasime 50 ml 1N HCl lahust. Edasi katsime kolbi lehtriga ning kuumutasime keemiseni. Lahust lasime keeda 5min, seda pidevalt loksutades. Seejärel lasime segul aeglaselt jahtuda toatemperatuurini. Kui lahus on jahtunud, kandsime kogu vedeliku 250 ml mõõtkolbi. Kolbi pidi täitma kriipsuni. Kuna meil nii palju lahust polnud, siis lisasime juurde destilleritud vett, et lahus oleks kriipsuni siis loksutasime segi ning filtreerisime. Järgmisena pipeteerisime 100 ml suurusesse koonilisse
Filtreerisime lahuse paberfiltriga ning kasutades vaakumrotatsioonaurutit roteerisime solvendi pealt ära. Kolbi jäänud sademe kaalutis oli 0,0438g=43,8 mg, arvestame, et lipiide oli ~40 mg. 2. Lipiidide hüdrolüüs Lahustasime lipiidid uuesti kloroformi, saadud lahuse jagasime kahe ependorfi vahel ühte 10 mg lipiide, teise kogu ülejäänud lahus. 10 mg lahuselt puhusime kloroformi pealt ära, lisasime 500l 0,6N KOH lahust 90% metanoolis ning kuumutasime 55-60 C juures 1,5h, selle käigus toimus lipiidide aluseline hüdrolüüs. 3. Hüdrolüüsitud rasvhapete eraldamine Ekstraheerisime lahust heksaaniga 3 korda pH9 juures, et eemaldada hüdrolüüsumata jäänud materjal. Hapustasime lahuse HCl-ga pH3-ni ning ekstraheerisime rasvhapped (4 korda heksaaniga). Kuivatasime lahuse Na2SO4-ga, roteerisime heksaani pealt ära. Lahustasime rasvhapped kloroformis. 4. Rasvhapete analüüs TLC meetodil
Arvutused: M(H2O) = 18 gmol-1 0,38 : 18 = 0,021 mooli -1 M(CuSO4) = 159,5 gmol 0,7 : 159,5 = 4,39 · 10-3 Koefitsent: = 4,8 ehk: 1 mooli CuSO4 kohta on 4,8 mooli vett. Veaarvutus: A = 5 4,8 = 0,2 Viga: 0,2 / 4,8 x 100 = 4,17 % Järeldused: Kuna pudeli peal oli kirjas, et me kasutame segu, mille koefitsent on 5, siis me saime üsnagi täpse tulemuse. Erinevus tegelikkusest võib olla tingitud sellest, et kuumutasime CuSO 4 · nH2O-d liiga tugeval leegil (ta natuke hakkas kärssama). Samas võib viga ka tingitud olla pudeli sisu ebatäpsusest võrreldes mis sildil on, arvestades, et paljud õpilased kasutavad reaktiivi ning ei ole väga ebatõenäoline, et keegi on reaktiivi rikkunud. Aga ma siiski usun, et seekord tulenes viga sellest, et meie põleti leek oli liiga intensiivne. Katse 6: Üleküllastunud lahuse saamine
.1. Lahustuvus, lahustuvuse sõltuvus temperatuurist, lahuste protsendiline koostis. Lahuse pH määramine. Töövahendid: KNO3, boorhape, tahke NaOH, konts H2SO4, mõõtsilindrid, klaaspulgad, keeduklaasid, kaalud, universaalindikaator, katseklaasi hoidja, koonilised kolvid, termomeeter, spaatlid ainete võtmiseks. Katse nr1. Soolade lahustuvuse sõltuvus temperatuurist. Võetud KNO3-le vee lisamisel aine ei lahustunud, küll aga lahustus aine, kui saadud tulemust omakorda kuumutasime. Uuesti jahutamisel tekkisid kristallid. Soola lahustumine soojas vee toimub kiiremini, kui külmas vees. Samuti on ka lahustuvuse tulemus parem. Seda nägime kui uuesti saadud lahust jahutasime, soolakristallid ilmusid jälle vähtavale. Tahke aine lahustumine on endotermiline protsess, mis tähendab, et kristallvõre lõhkumiseks kulub rohkem energiat kui eraldub energiat ioonide hüdraatumisel. Katse nr2.
lühemate järjestuste puhul piisaks ka 1 minutist). Korduste arv sõltub sellest, kui palju on vaja DNA-d saada, samas liiga palju tsükleid suurendab vigade tõenäosust. c) Geelipildilt on näha, et PCR on tõenäoliselt ebaõnnestunud, kuna bändi pole näha (peaks olema noolega märgitud kohas). Põhjuseks võib olla ebatäpsus. Edasiseks tööks sain L-Envo pEGFP-C2. 2. PCR-i produkti puhastamine a) Kaalusime 1,5g agaroosi, viisime mahu TAE puhvriga 100ml-ni ja kuumutasime segu mikrolaineahjus, kuni agaroos täielikult lahustus. Seejärel jahutasime lahust ringjate liigutustega loksutades. Jahtunud segule lisasime 0,5l EtBr, loksutasime ning valasime lahuse geelialusele. Lasime geelil tarduda. b) Kuna produktide pikkus varieerus 300-2000 bp vahel, siis valmistasime 1,5% agaroos geeli. Mida pikemad produktid, seda lahjem peab olema geel, ning vastupidi. c) Kontrollgeeli valasime selleks, et hinnata, kas puhastamine on olnud efektiivne. Kui segusse
( näiteks meil oli kõige pikem produkt – 2400 aluspaari). 23.DNA lahutamine agaroosgeelis 24. Eesmärgiks on visualiseerida oma produkti ning hinnata selle suurust. DNA lahutamisel kasutatakse agaroosi (disahhariid, koosneb D-galaktoosist ja 3,6-anhüdro-L-galaktoosist). 1. päev: kasutatava agaroosgeeli kangust arvutatakse võttes arvesse oodatava produkti pikkust. Meie kasutasime 1% geeli. Segasime kokku 100 ml TAE puhvrit, 1 gr agaroosi ning kuumutasime mikholaineahjus sulamiseni. Jahtunud geelisegule lisasime1 μl EtBr, mida kasutatakse DNA visualiseerimiseks. Valasime lahus geelialusele ning jätsime tarduma järgmise praktikumini. 2. päev: lisasin PCR segule 4 μl 6x DNA värvi, et DNA nähtav oleks, ning kandsin kogu segu TAE geelile (hambasse). DNA lahutamine toimub elektrivoolu toimel (100 V 15 min) 25. 26. 27. 28. 29. 30
annaabi.ee 
