Toimub vase taaskomplekseerumine triloon-B-ga ja seda saab visualiseerida, kui lisada lahusesse indikaator mureksiid (lahuse värvus muutub violetsest roheliseks). Tiitrimiseks kulunud mahu järgi leitakse varem koostatud kaliibrimisgrrafikust taandavate suhkrute kontsentratsiooni. Töö käik 1. Valmistan ensüümipreparaadi lahust. Tahke preparaadi mass g=10 mg, lahustiks atsetaatpuhver (5ml), töölahuse kontsentratsioon 2 mg/ml. 2. 50 ml katseklaasi pipeteerin 25 ml 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris (pH=4,8), varustan katseklaas korgiga ja asetan termostaati 10 minutiks C juures. 3. Kolme 250 ml koonilisse kolbi pipeteerin igasse 10 ml komplekslahust. 4. Kui substraat saavutas temperatuuri , lisan sellele 1 ml uuritavat invertaasi töölahust, loksutan ja asetan termostaati. Reaktsiooniks kulgenud aeg fikseerin stopperiga. 5. Kohe peale reaktsiooni segu läbiloksutamist pipeteerin 1 ml
eelnevalt väljaarvutatud kogus glükoosi standardlahust. Destilleeritud vett lisan pipetiga niipalju,kui on vajalik lahuse lõppmahu(10ml) saavutamiseks. Katseklaasid sulen korkidega ja loksutan kontsentatsiooni ühtlustamiseks. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsiooni läbiviimiseks asetan katseklaaside statiivi 6 puhast, kuiva katseklaasi ja numereerin. Kontrollkatse e 0-proov,mis näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni,viian läbi destilleeritud veega. Katseklaasi nr.1 pipeteerin 1ml dest.vett Katseklaasidesse nr.2,3 pipeteerin 1ml uuritavat lahust(2 paralleelproovi) Katseklaasidesse nr.4,5,6 pipeteerin igaühte 1ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi pipeteerin 3ml tööreaktiivi ja loksutan kohe,et saavutada ühtlast kontsentratsiooni. Fikseerin reaktsiooni alguse aeg ja katseklaase hoian 20 minutit toatemperatuuril.Reaktsiooni tulemusena glükoosi sisaldavad lahused värvuvad tekkiva K-heksatsüanoferraat(lll) toimel kollaseks.
veeks. Kaaliumheksatsüanoferraat(III) (K3[Fe(CN)6]) ehk punane veresool anna lahusele kollase värvuse, mis on dekteeritav lainepikkusel 410 nm. Reaktsioon kulgeb pH 6 juures. Töö käik Tööreaktiiv on eelnevalt juba valmis tehtud, seega alustan tööd uuritava lahuse ettevalmistamisest. Kuna minu valitud uuritav aine on õunamahl, siis juhendaja näpunäidete järgi teen sellest 100-kordse lahjenduse. Selleks võtan 1 ml mahla ja pipeteerin selle 100 ml mõõtkolbi ning kolvi destilleeritud veega kuni märgini. Segan lahuse korralikult läbi. Et glükoosi kontsentratsiooni proovis kindlaks teha, tuleb koostada kaliibrimisgraafik. Kindlakontsentratsioonilise glükoosilahuste valmistamisel lähtutakse glükoosi standardlahusest (1 mg/ml). Sellest valmistatakse kolm lahjendust kontsentratsioonidega 0,25 mg/ml, 0,125 mg/ml ja 0,062 mg/ml. Võtan 3 puhast ja kuiva katseklaasi. Esimesse mõõdan 2,5 ml standarlahust ja 7,5 ml
vett. Et valmistada glükoosilahust kontsentratsioonidega 0,125 mg/ml, võtan eelmisest lahusest 5 ml lahust ja lisan 5 ml vett. Et valmistada glükoosilahust kontsentratsioonidega 0,062 mg/ml, võtan eelmisest lahusest 5 ml lahust ja lisan veel 5 ml dest. vett. Kõik katseklaasid loksutan hoolikalt. Värvusreaktsiooni läbiviimine Reaktsiooni viiakse läbi katseklaasides toatemperatuuri juures. Asetan statiivi 6 puhast ja kuiva katseklaasi ja nummerdan. Katseklaasi nr.1 pipeteerin 1 ml destilleeritud vett (kontrollproov). Katseklaasidesse nr.2 ja nr.3 pipeteerin 1 ml apelsiinimahla lahust. Katseklaasidesse nr.4, nr.5 ja nr.6 pipeteerin igaühte 1 ml erineva kontsentratsiooniga glükoosilahust. Igasse katseklaasi pipeteerin 3 ml tööreaktiivi. Kohe loksutan. Hoian katseklaasid 20 minutit toatemperatuuril, et jõuaksid toimuda teooria osas kirjeldatud reaktsioonid. 20 minuti pärast mõõdan lainepikkusel 410 nm lahuste optilise tiheduse väärtused.
Selle jaoks kaalun analüüilisel kaalul juhendaja näpunäite järgi 10 mg (tegelikult kaalusin 0,0103 g ehk 10,3 mg) tahket invertaasi ja viin mahu 5 ml-ni. Lahjenduseks kasutan atsetaatpuhvrit (pH=4,8). Segan gradueeritud katseklaasi sisu klaaspulgaga, kuni tahke aine on enam-vähem ära lahustunud. Selget lahust siin ei teki, kuna ensüümpreparaat sisaldab lisaks ensüümivalgule ka muid valke ja täiteaineid. Seejärel võtan 50 ml mahuga katseklaas ja pipeteerin sinna 25 ml 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris (pH=4,8). Panen katseklaasile korgi peale ning asetan selle 10 minutiks vesitermostaati 30o juurde soojenema. Võtan kolm koonilist kolbi, mahuga 250 ml. Pipeteerin sinna 10 ml komplekslahust (CuSO4 ja EDTA-Na Na2CO3 lahuses). Võtan termostaadis 10 minutit seisnud sahharoosi lahuse ja lisan sinna 1 ml invertaasilahust. Loksutan hoolikalt läbi ning võtan koheselt 1 ml proovi ja lisan selle ühte komplekslahuse kolbi
Uuritavast proteaasi preparaadist valmistan lahus, milles ensüümi kontsentratsioon võrdub 1,5 mg/ml. Ensüümina kasutan savinaasi. Analüütilistel kaaludel kaalun 7,5 mg ensüümi. Minu kaalutis on 0,0081 g. Viin kadudeta ensüümi gradueeritud katseklaasi ja lisan väike kogus puhverlahust. Segan klaaspulgaga u 5 min kuni ensüüm on lahustunud. Seejärel lisan puhverlahust 5 ml-ni ja loksutan läbi. Ensüümreaktsiooni läbiviimine Võtam 50ml-line katseklaas, kuhu pipeteerin 25 ml 2%-list kaseiini lahust, Klaas katan korgiga ja asetan vesitermostaati 30°C juures umbes 5-10 minutiks soojenema. Võtan 4 kuiva katseklaasi ja nummerdan neid. Igaühte pipeteerin 3 ml 5%-list TKÄ lahust. Kui kaseiini lahus on soojenenud, pipeteerin temale juurde 1 ml savinaasi töölahust, kiiresti loksutan reaktsioonisegu läbi ja fikseerin reaktsiooni alguse aeg. Võimalikult kiiresti võtan puhta kuiva pipetiga 3 ml reaktsioonisegu, viin esimesse TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi (0-
kasutades lahustiks atsetaatpuhvrit. Optimaalne kontsentratsioon esperaasi jaok on 4 mg 1 ml puhvri kohta, seega pean 5 ml lahuse jaoks kaaluma 20 mg ehk 0,0200 g esperaasi analüütilisel kaalul. Seejärel lisan väikese koguse puhverlahust ja segan klaaspulgaga, kuni ensüüm on lahustunud (kuna preparaat sisaldab ka täietainet, mis ei lahustu, siis selget lahust ei teki). Viin mahu 5 ml-ni ja loksutan lahuse läbi, et kontsentratsioon ühtlustuks. Võtan 50 ml-se katseklaasi ja pipeteerin sinna 25 ml 2%-list kaseiini lahust. Panen katseklaasile korgi peale ning asetan termostaati 30oC umbes 5-10 minutiks. Kuni substraat soojeneb, võtan 4 kuiva 20 ml katseklaasi ja nummerdan. Pipeteerin igaühte neist 3 ml 5%-list TKÄ lahust. Pärast kaseiini soojenemist alustan ensüümireaktsiooni. Pipeteerin kaseiinile 1 ml esperaasilahust, loksutan kergelt ja võtan võimalikult kiiresti 3 ml reaktsioonisegu, mis on 0-prooviks, ja viin esimesse TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi
5,5 ×30 Vesi 100 = 1,65ml Pipetid ja otsikud 5,5−2 ×1,55=2,4 ( ml ) 15ml falkon tuub 2,4 ÷ 0,2=12 1,5 ml tuubid PCR plaadi tükk Töö käik: Teen 15-ml falkon tuubi 5,5ml 30% homogeenset pesuvahendilahust Võtan kaks 1,5ml- tuubi ning pipeteerin mõlemasse 1,55ml lahust. Pipeteerin alles jäänud lahuse 200µl kaupa PCR plaadi aukudesse. Tulemus: Sain 7,5 auku täidetud, kuigi oleks pidanud jätkuma 12 tuubi jaoks. Viga tuli sellest, et detergenti pipeteerides jäid sisse õhumullid, mida tegelikkuses ei oleks tohtinud seal olla. II HARJUTUS Eesmärk: Õppida silma järgi hindama pipeteeritava koguse mahtu. Materjalid: Erinevate veekogustega tuubulid Töö käik: Esimeses tuubulis on 200µl
..750 cm3) kooniline kolb vee hoidmiseks, koonilised kolvid (250 cm3)tiitrimiseks, pipett (100 cm3), büretid (25 cm3), mõõtsilinder (25 cm3), Na - kationiitfilter Kasutatud ained: 0.1 M soolhape, 0.025 M ja 0.005 M triloon - B lahus, puhverlahus (NH4Cl + NH3·H2O), indikaatorid metüülpunane või metüüloranz ja kromogeenmust ET-00 Töö käik: A Karbonaatse kareduse määramine Loputan pipeti vähese koguse uuritava veega ning koonilise kolvi destilleeritud veega. Siis pipeteerin koonilisse kolbi 100 cm3 uuritavat vett ning lisan 4 tilka indikaatorit metüüloranz. Sean töökorda büreti ja täidan selle 0,1 M soolhappelahusega nullini. Seejärel tiitri soolhappelahusega vett kolvis, samal ajal kolvis olevat vett segades. Lõpetan tiitrimise ,kui vedelik kolvis läheb punaseks ning loen büretilt tiitrimiseks kulunud soolhappe mahu. Seejärel kordan katset veel kaks korda. B Üldkareduse määramine
· loputada kaaluklaasi 8,2 pH väärtusega puhverlahusega · kaaluda analüütilise kaaludel kaaluklaasi ilma ensüümideta · kaaluda vajalik ensüümi kogus · lisada väike kogus puhverlahust,loksutada hoolikalt · valada kaaluklaasist lahus lahuse valmistamiseks sobiva anumasse (10 ml katseklaas) · lisada kuni 5 ml kriipsuni puhverlahust ja loksutada. Ensüümireaktsiooni (kaseiini hüdrolüüsi) läbiviimine 1) Võtan 50 ml mahuga suur katseklaas,kuhu pipeteerin 25 ml 2%-list kaseiini lahust.Klaasi peale panen parafilmi ja asetan vesitermostaati °C juurde umbes 5-10 minutiks soojenema. 2) Võtan 4 kuiva katseklaasi (20 ml) ja nummerdan.Igaühte pipeteerin 3 ml 5%-list TKÄ lahust. 3) Kui kaseiini lahus on 30 °C-ni soojenenud,alustan ensüümireaktsiooni-kaseiini hüdrolüüsi. Pipeteerin kaseiinile juurde 1 ml valmistatus proteaasi
Valmistan 4ml lahust ensüümi kontsentratsiooniga 3mg/ml (lahusesse 12mg) tahkest ensüümipreparaadist. Lahustina kasutan atsetaatpuhvrit pH=4,8. Ensüümi kaalun analüütlilisel kaalul, viin kvantitatiivselt gradueeritud katseklaasi, lisan vajaliku puhvri koguse ning segan umbes 5 minutit klaaspulgaga ühtlase lahuse tekkimiseni. II. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine o Võtan 50ml katseklaasi, kuhu pipeteerin 25ml 7%-list sahharoosi lahust atsetaatpuhvris pH väärtusega 4,8. Sulgen katseklaasi korgiga ja panen katseklaasi 5-10 minutiks vesitermostaati umbes 30 0C juurde soojenema. o Pipeteerin kolme 250ml koonilisse kolbi 10 ml komplekslahust. o Kui substraat on teermostaadis saavutanud temperatuuri 30 0C, lisan sellele 1ml uuritavat invertaasi töölahust ja loksutan.
Töö käik 1.Arvutan vajaminevate vee ja happe kogused: Massprotsent: 3% Konts. soolhappe tihedus 1,179 g/cm3 Valmistatava lahuse tihedus 1,0132 g/cm3 Valmistatava lahuse maht 100 ml Konts. 36% On vaja hapet 7,16 ml On vaja vett V(92,84 ml 2.Mõõdan 250ml koonilisse kolbi 92,84 ml vett ja 7,16 ml , segan lahust. 3.Teen saadud soolhappelahusest viiekordne lahjendus. Pipeteerin destilleeritud veega loputatud 100ml mõõtekolbi 20ml lahust. 4.Pipeteerin destilleeritud veega loputatud koonilisse kolbi 10ml 5x lahendusega lahust ja lisan 2-3 tilka fenoolftaleiini. 5.Täidan bürett nullini lahusega ja tiitrin ühe tilga täpsusega 6.Kordan tehet 5 korda, et saavutada suuremat täpsust. Katesetetulemused: =19 ml; =21,7; =19,5; =17,8; =16,2 Arvutuste jaoks kasutan viimast tulemust (=16,2 ml=), kuna juhendaja järgi see vastab kõige rohkem tõele. 7
värvuse muutumise järgi. Töö käik: Ensüümpreparaadist töölahuse valmistamine Uuritavast tahke ensüümi preparaadist valmistan lahus, mille kontsentratsioon võrdub 5 mg/ml. Analüütilistel kaaludel kaalun 25 mg ensüümi. Minu kaalutis on 0,0258 g. Viin kadudeta ensüümi gradueeritud katseklaasi ja lisan 5 ml atsetaatpuhvrit pH väärtusefa 4,8. Segan klaaspulgaga u 5 min kuni ensüüm on lahustunud. Ensüümreaktsiooni läbiviimine Võtan 50 ml mahuga katseklaas, kuhu pipeteerin 25 ml substraati, milleks on 7%-line sahharoosi lahus atsetaaspuhvris (pH = 4,8). Katseklaas varustan korgiga ja asetan 10 minutiks vesitermostaati 30±1°C juurde soojenema. Võtan kolm koonilist kolbi mahuga 250 ml, kuhu pipeteerin 10 ml komplekslahust. Nummerdan neid. Kui substraat on soojenenud, lisan sellele 1 ml uuritavat invertaasi töölahust. Lahust loksutan läbi ja fikseerin ensüümireaktsiooni alguse aeg.
Valmistatava lahuse massiprotsent: Cl =2,4% Kontsentreeritud HCl massiprotsent: Cl =36% Kontsentreeritud HCl lahuse tihedus: d36 = 1,179g/cm3 2,4% HCl lahuse tihedus: d2,4 = 1,0103 g/cm3 Vaja on võtta konts. hapet: m(HCl) = (C% * V*) / (C% * ) = (2,4% * 100 ml * 1,0103 g/cm3) / (1,179 * 36) 5,71 ml Vaja on võtta vett: 100 ml 5,71 ml = 94,29 94,3 ml 2. Valmistan 2,4% 100 ml HCl lahuse. Teen 20 ml 5x lahjenduse. Selleks pipeteerin destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, lisan vett kriipsuni, sulgen korgiga ja loksutan intensiivselt. (pipetid ja büreti loputan eelnevalt töölahusega, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad pipeti ja büreti seintel ei muudaks mõõdetava lahuse kontsentratsiooni.) 3. Pipeteerin dest. veega loputatud koonilisse kolbi 10 ml 5x lahjendusega HCl lahust ja lisan 2...3 tilka fenoolftaleiinilahust
· Loputada kaaluklaasi väikese kogusega atsetaatpuhver lahusega. · Kaaluda analüütilisel kaaludel kaaluklaasi ilma ensümideta. · Kaaluda vajalik ensüümi kogus. · Valada ensüüm gradueeritud katseklaasi ja lisada vajalik atsetaatpuhvri kogus. · Segada klaasi sisu umbes 5 min. Klaaspulgaga,kuni ühtlase suspensiooni moodustumiseni. Ensüümireaktsiooni (sahharoosi hüdrolüüsi) läbiviimine 1) Võtan 50 ml mahuga katseklaas,kuhu pipeteerin 25ml substraati,milleks on 7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH väärtusega 4,8. Katseklaas varustan fooliumiga ja asetan umbes 10 minutiks vesitermostaati 30 ºC juurde soojenema. 2) Võtan kolm koonilist kolbi mahuga 250 ml,kuhu pipeteerin 10 ml komplekslahust. 3) Kui substraat on termostaadis saavutanud temperatuuri 30 ºC lisan sellele 0,5ml uuritavat invertaasi töölahust,lahus loksutan kiiresti. Asetan katseklaas termostaati tagasi.
Hg22+ → Hg + Hg2+ Tekkinud elavhõbe(2+)-ioonid annavad I –-ioonidega punase sademe. Seetõttu võib selle tõestuse juures tekkida ka punase värvusega sadet. Minu reaktsiooni käigus tekkis punane sade, mis tähendas, et moodustus metalliline Hg. c) CrO42–-ioonidega (kasutasin K2CrO4) moodustub punane elavhõbe(I)kromaadi sade Hg22+ + CrO42– → Hg2CrO4 2.Sadestamine Võtan puhta pipetiga I rühma katioonide lahust, mille sain juhendajalt, ning pipeteerin umbes 1-1,5 ml lahust tsentrifuugiklaasi. Lisan tilkhaaval 2M HCl ning tekib hägune PbCl2, AgCl ja Hg2Cl2 sade, mille tsentrifuugin (5 minutit). Sadestumise täielikuks kontrollimiseks lisan pärast tsentrifuugimist paar tilka 2M HCl. Kuna selle tagajärjel muutus lahus uuesti häguseks (sadestumine polnud täielik), pidin kordama tsentrifuugimist ning pärast seda kontrollisin uuesti sadestumise täielikkust. Selle kindlaks teinud, eemaldasin tsentrifugaadi pealt
VEDELA PREPARAADI VAJALIK MAHT 10 ml/40 = 1/4= 0,25 ml ENSÜÜMREAKTSIOONIKS 0,5 ml KASUTATAVA ENSÜÜMI MAHT (Invertiin) 1. Doseerin vedelat preparaati automaatpipetiga gradueeritud katseklaasi 2. Lisan sobiva lahjendusmäära saamiseks vajalik kogus puhvrit. 3. Sulgen katseklaasi korgiga ja loksutan lahust kontsentratsioonide ühtlustamiseks ENSÜÜMREAKTSIOONI (SAHHAROOSI HÜDROLÜÜSI) LÄBIVIIMINE: 4. Võtan 50 ml mahuga katseklaasi 5. Pipeteerin sinna 25 ml substraati (7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvriga, mille pH=4,8) 6. Varustan katseklaasi korgiga ja asetan 5-10 minutiks vesitermostaati 30±1 °C juurde soojenema 1. Võtan kolm 250 ml mahuga koonilist kolbi. 2. Pipeteerin neisse 10 ml komplekslahust. 3. Kui substraat on termostaadis saavutanud temberatuuri 30 °C (umbes 5-10 minuti
mahuskaala 0- märgini. Pipeti abil mõõdan koonilisse kolbi 10 cm3 hapet ja lisan 2- 4 tilka ff. Järgnevalt tilgutan büretist leelise (NaOH) lahust happesse (HCl), kuni lahuse värv muutub ühe tilga leelise lisamisel punaseks. Loen büretis oleva leelise nivoo asukoha 0,05 cm3 täpsusega. Kordan katset kuni tiitrimiseks kulunud leelise lahuse mahtude vahe ei ületa 0,1 cm3. Töö käik B Kontroll-lahuse kontsentratsiooni määramine tiitrimisega: Kontrolllahuse tiitrimiseks pipeteerin 10 cm3 kontroll-lahust kolbi, lisan 2- 4 tilka indikaatorit mp. Tiitrin HCl lahusega kuni kolvis olev kollane lahus muutub punaseks. Katseandmed Happe neutraliseerimiseks kulunud leelise maht cm3: 1.) 10,5ml ; 2.) 10,7ml ; 3.) 10ml ; 4.) 10,5ml Aritmeetiline keskmine: 10,425 ml Katse arvutused Katse A Arvutan tiitrimiseks kulunud NaOH lahuse mahu järgi HCL molaarse kontsentratsiooni, kasutades valemit CM,NaOH=0,1004M CM,HCL=(10,425*0,1004) /10 = 0,1054 [mol/dm3]
pipetid (10 ml, 20 ml), klaaspulk. Töö käik Happelahuse valmistamine kontsentreeritud soolhappest. Mõõdan mõõtesilindriga 250 ml koonilisse kolbi arvutatud koguse vett ja lisan tõmbe all väikese mõõtesilindriga vajaliku koguse kontsentreeritud soolhapet. Sulgen kolvi korgiga ja segan lahust tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Tõmbe all soolhapet mõõtes ja valades kannan kaitseprille! Teen saadud soolhappelahusest viiekordse (5x) lahjenduse. Selleks pipeteerin destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, lisan vett kriipsuni, sulgen korgiga ning loksutan intensiivselt. NB! Pipetid ja büreti loputan eelnevalt töölahusega lahusega, mida hakkan pipeteerima või büretist lisama. Seega 20 ml pipett tõmbe all valmistatud HCl lahusega, bürett NaOH lahusega. See on vajalik selleks, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad pipeti ja büreti seintel ei muudaks mõõdetava lahuse kontsentratsiooni.
valemiga: CM, HCL = (VNaOH * CM, NaOH) / (VHCL) = [mol/dm3] kus VNaOH on NaOH lahuse maht [dm3] (NB! büretilt loetakse näit cm3-tes); CM,NaOH NaOH lahuse täpne kontsentratsioon [mol/dm3]; VHCl HCl lahuse täpne maht [dm3] (pipeti maht). Seega: CM, HCL = (11,05 cm3 * 0,1002 mol) / (10 cm3) =0,1107 mol/cm3 Vastus: HCl lahuse molaarne kontsentratsioon on 0,1107 mol/cm3 Töö käik B: Kontroll-lahuse kontsentratsiooni määramine tiitrimisega: Kontrolllahuse tiitrimiseks pipeteerin 10 cm3 kontroll-lahust kolbi, lisan 2- 4 tilka indikaatorit mp. Tiitrin HCl lahusega kuni kolvis olev kollane lahus muutub punaseks. Katsetulemused: 1) Esimine kord kulus HCL-i 8,0 cm3 2) Teine kord kulus HCL-i 7,85 cm3 täpsem tulemus arvutan selle tulemusega Katse arvutus: 1)Arvutan kontroll-lahuse molaarse kontsentratsiooni sama valemiga nagu kasutasin töökäik A juures. CM, NaOH = (VHCl CM, Hcl )/ (VNaOH) = (7,85 cm3 0,1107 mol/cm3 ) / (10 cm3 ) = 0,0869 mol
igaühte 3 ml 5% trikloroäädikhapet. · Kui termostaadis olev lahus oli piisavalt soojenenud, lisasin sellele 1 ml proteaasilahust, loksutasin korralikult ja kiiresti ning võtsin reaktsioonisegu ml segu ning pipeteerisin selle esimesse nummerdatud katseklaasi TKÄ-ga. Fikseerisin reaktsiooni algusaja. (0-proov) · Täpselt 5 minuti möödumisel võtan taas reaktsioonisegu termostaadist ja pipeteerin 3 ml lahust teise TKÄ-ga täidetud katseklaasi. Asetan reaktsioonisegu taas termostaati. Sama protseduuri kordan veel reaktsiooni kulgemise 10ndal ja 15ndal minutil. · Pärast ensüümisegu lisamist loksutan katsaeklaasid kiirelt läbi, et tekkiva sademe osakesed oleksid väiksemad. Jätan sademe formeeruma ja alla vajuma, kuni katseklaas, kuhu lisasin ensüümisegu viimasena, on seisnud juba 15 minutit.
Sel ajal, kui kaseiini lahus termostaadis soojenes, võtsin 4 katseklaasi, nummerdasin ning pipeteerisin igaühte 3 ml 5% trikloroäädikhapet. Kui termostaadis olev lahus oli piisavalt soojenenud, lisasin sellele 1 ml proteaasilahust, loksutasin korralikult ja kiiresti ning võtsin reaktsioonisegu ml segu ning pipeteerisin selle esimesse nummerdatud katseklaasi TKÄ-ga. Fikseerisin reaktsiooni algusaja. (0-proov) Täpselt 5 minuti möödumisel võtan taas reaktsioonisegu termostaadist ja pipeteerin 3 ml lahust teise TKÄ-ga täidetud katseklaasi. Asetan reaktsioonisegu taas termostaati. Sama protseduuri kordan veel reaktsiooni kulgemise 10ndal ja 15ndal minutil. Pärast ensüümisegu lisamist loksutan katsaeklaasid kiirelt läbi, et tekkiva sademe osakesed oleksid väiksemad. Jätan sademe formeeruma ja alla vajuma, kuni katseklaas, kuhu lisasin ensüümisegu viimasena, on seisnud juba 15 minutit.
Kui termostaadis olev lahus oli piisavalt soojenenud, lisasin sellele 1 ml proteaasilahust, loksutasin korralikult ja kiiresti ning võtsin reaktsioonisegu ml segu ning pipeteerisin selle esimesse nummerdatud katseklaasi TKÄ-ga. Fikseerisin reaktsiooni algusaja. (0-proov) Sarnaselt toimisin veel 10 ja 20 minuti möödumisel reaktsiooni fikseeritud algusest. Täpselt 5 minuti möödumisel võtan taas reaktsioonisegu termostaadist ja pipeteerin 3 ml lahust teise TKÄ-ga täidetud katseklaasi. Asetan reaktsioonisegu taas termostaati. Sama protseduuri kordan veel reaktsiooni kulgemise 10ndal ja 15ndal minutil. Pärast ensüümisegu lisamist loksutan katsaeklaasid kiirelt läbi, et tekkiva sademe osakesed oleksid väiksemad. Jätan sademe formeeruma ja alla vajuma, kuni katseklaas, kuhu lisasin ensüümisegu viimasena, on seisnud juba 15 minutit.
Vxmax = Vt - Vg Vxmax = 88,7 cm3 8,9 cm3 = 79,8 cm3 Siit arvutan fraktsioonide üldarvu, kus ühe fraktsiooni mahuks on 2 ml max Vx n= 2ml 79, 8 ml n= 2 ml = 39,9 = 40 Seejärel lasen eluenti (0,15 M NaCl lahus) kolonnist keeduklaasi, kuni eluendi tase kolonnis langeb täidise piirini. Pean silmas, et vedelikunivoo alla täidise piiri ei langeks, muidu satub geelikihti õhk, mis võib katsetulemusi mõjutada. Hoides kolonni väljavooluava suletuna, pipeteerin 0,5 ml uuritavat ainet ühtlaselt geeli pinnale ning lasen sellel valguda läbi geeli. Uuritav lahus sisaldab dekstraansinist, müoglobiini ja DNP-aspartaati (vedelik on algul rohelist värvi). Seni, kuni dekstraansinine (mis on kõige kiiremini liikuv aine) jõuab kolonni alaossa, kogun vooluti (seda pidevalt lisades) ühendatud fraktsioonina keeduklaasi. Mõõdan selle koguse sobiva mõõtsilindriga ära ning saan tulemuseks Vüf=20,65 ml.
Teises katseklaasis ,kus oli ainult sahharoos, lahus ei reeageeri Fehlingi reaktiividega,sest see on mitte taandav suhkur. 5.Barfoed' reaktsioon Barfoed' reaktiiv on vaskatsetaadi (Cu(CH3COO) 2) lahus äädikhappes. Seda kasutatakse taandavaid mono- ja disahhariide eristamiseks. Nõrgas happelises keskkonnas taandavad vaske ainult monosahhariidid. Millises happelises keskkonnas? Eelmises katses oli ka happeline keskkond. Töö käik: Võetan kaks katseklaasi ning pipeteerin ühte 1 ml monosahhariidi lahust ja teise taandavat disahhariidi. Lisan 3 ml Borfoed' reaktiivi, segan hoolikalt ning kuumutan keeval vesivannil kuni 3-4 minutit. Tulemus: Pärast ainete segamist mõlemad lahused olid sinist värvi.Pärast kuumutamist,katseklaasis,kus fruktoos tekkis Cu2O sade.Sade tekkis,sest tegemist on monosahhariidiga.Teises katseklaasis maltoosiga sade ei ole tekkinud,sest maltoos on disahhariid,aga disahhariidiga reaktsioon ei toimu. 6.Selivanoff'i reaktsioon
annaabi.ee 
