valgu hüdrolüüsiks. Valkude kindlakstegemiseks kasutatakse värvusreaktsioone, väljasadestamist, väljasoolastamist, üld- ja erireaktsioone. 1.1.1 Biureediraktsioon Ühendid, mis sisaldavad kaht või enamat peptiidsidet, moodustavad aluselises keskkonnas Cu -ioonidega violetse kompleksi. 2+ Töö käik: Katseklaasi valatakse 1 ml munavalgu lahust. Lisatakse 1 ml 10%-list NaOH lahust ja mõni tilk 1%-list CuSO4 lahust. Katseklaasi sisu loksutatakse hoolikalt. Järeldus: Segu värvus violetseks ja sellest võib järeldada, et lahus sisaldas kaht või enamat pepiidsidet, mis moodustasid aluselises keskonnas Cu 2+-ioonidega violetse kompleksi. 1.1.2 Ksantoproteiinreaktsioon (Mulderi reaktsioon) See reaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete (Tyr, Trp, Phe) olemasolu valgus. Kontsentreeritud lämmastikhappe lisamisel denatureerib valk pöördumatult ja sadestub. Katseklaasi sisu soojendamisel toimub aromaatsete tuumade
Valkude kindlakstegemiseks kasutatakse värvusreaktsioone, väljasadestamist, väljasoolastamist, üld- ja erireaktsioone. 1.1.1 Biureediraktsioon Ühendid, mis sisaldavad kaht või enamat peptiidsidet, moodustavad aluselises keskkonnas Cu - 2+ ioonidega violetse kompleksi. Töö käik: Katseklaasi valatakse 1 ml munavalgu lahust. Lisatakse 1 ml 10%-list NaOH lahust ja mõni tilk 1%-list CuSO4 lahust. Katseklaasi sisu loksutatakse hoolikalt. Tulemus: Segu värvus sinakas-violetseks ja sellest võib järeldada, et lahus sisaldas kaht või enamat pepiidsidet, mis moodustasid aluselises keskonnas Cu2+-ioonidega violetse kompleksi. 1.1.2 Ksantoproteiinreaktsioon (Mulderi reaktsioon) See reaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete (türosiin, trüptofaan, fenüülalaniin) olemasolu valgus. Kontsentreeritud lämmastikhappe lisamisel denatureerib valk pöördumatult ja sadestub
Cu2+ ioonidega violetse kompleksi. Kuna biureedireaktsioon on tingitud peptiidsidemete esinemisest, siis on ta valkude üldreaktsioon. Leeliselises keskkonnas moodustub valgumolekuliga sinakasvioletne biureetkompleks. Kompleksi värvuse intensiivsus sõltub valgu kontsentratsioonist ja vase ioonide hulgast lahuses. Töö käik Katseklaasi valatakse 1 ml munavalgu lahust. Lisatakse 1 ml 10% NaOH lahust ja mõni tilk 1% CuSO4 lahust. Loksutatakse. Reaktsioonisegu muutub lillakaks, mille põhjustavad biureetkompleksid. Järeldus Lillakas (violetne) värvus kinnitab pika peptiidahela ehk valgu olemasolu lahuses. 1.1.2. Ksantoproteiinreaktsioon (Mulderi reaktsioon) Ksantoproteiinreaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete (Tyr, Trp, Phe) olemasolu valgus. Konts. lämmastikhappe lisamisel denatureerub valk pöördumatult ja sadestub. Soojendamisel toimub aromaatsete tuumade nitreerumine tekib intensiivse kollase
Kõik see tähendab, et lahuses on peptiidsided. 1.1.2 Mulderi reaktsioon. Reaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete olemasolu. Konts. HNO3 lisamisel sadestub valk ja soojendamisel toimub aromaatsete tuumade nitreerumine. Töö käik · Katseklaasi valame 1 ml munavalgulahust ja lisame 6 tilka kontsentreeritud HNO3. · Segu loksutades ja soojendades värvus valge sade kollaseks. · Seejärel segu jahutatakse ja lisatakse NH4OH lahust ja loksutatakse. Lahus värvus oranziks. Järeldus: segu soojendades toimub aromaatsete tuumade nitreerimine ja moodustub nitrofenooli tüüpi ühend, mis on kollast värvi. Lisades NH4OH lahust käitub nitrofenool leeliselises keskkonnas happena ja lahus värvub oranziks. 1.1.3 Milloni reaktsioon Kasutatakse elavhõbe(II)nitraadi lahust lämmastikhappes vähese NaNO2 lisandiga ehk Milloni reaktiivi. Milloni reaktiiviga reageerivad aromaatset tuuma sisaldavad aminohapped. Töö käik
peptiidsidemete esinemisest, siis on ta valkude üldreaktsioon. Kompleksi värvus on tingitud Cu2+-ioonide koordinatiivsest seostumisest nelja peptiidsidemete koostisse kuuluva lämmastiku aatomiga. Kompleksi värvuse intensiivsus sõltub valgu kontsentratsioonist ja vase ioonide hulgast lahuses. Töö käik: Katseklaasi valatakse 1 ml munavalgu lahust, lisatakse 1 ml 10%-list NaOH lahust ja mõni tilk 1%-list CuSO4 lahust. Segu loksutatakse hoolikalt. Järeldus: Segu värvus lillakaks, millest järeldan, et lahuses leiduvad peptiidsidemed, mis moodustavad aluselises keskkonnas Cu 2+-ioonidega violetse kompleksi. 1.1.2 Ksantoproteiinreaktsioon (Mulderi reaktsioon) Ksantoproteiinreaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete (Tyr, Trp, Phe) olemasolu valgus. Kontsentreeritud lämmastikhappe lisamisel denatureerib valk pöördumatult ja sadestub
peptiidsidemete esinemisest, siis on ta valkude üldreaktsioon. Kompleksi värvus on tingitud Cu2+-ioonide koordinatiivsest seostumisest nelja peptiidsidemete koostisse kuuluva lämmastiku aatomiga. Kompleksi värvuse intensiivsus sõltub valgu kontsentratsioonist ja vase ioonide hulgast lahuses. Töö käik: Katseklaasi valatakse 1 ml munavalgu lahust, lisatakse 1 ml 10%-list NaOH lahust ja mõni tilk 1%-list CuSO4 lahust. Segu loksutatakse hoolikalt. Järeldus: Segu värvus lillakaks, millest järeldan, et lahuses leiduvad peptiidsidemed, mis moodustavad aluselises keskkonnas Cu 2+-ioonidega violetse kompleksi. 1.1.2 Ksantoproteiinreaktsioon (Mulderi reaktsioon) Ksantoproteiinreaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete (Tyr, Trp, Phe) olemasolu valgus. Kontsentreeritud lämmastikhappe lisamisel denatureerib valk pöördumatult ja sadestub
vähemalt kahte peptiidsidet. Leeliselises kekskonnas annab valk vask(II)ioonidega sinakasvioletse värvuse, peptiidid aga roosa värvusega biureetkompleksi, mis moodustub vase ioonide seostumisel peptiidsidemete koostises oleva 4 lämmastiku aatomiga. Värvuse intensiivsus sõltub valgu kontsentratsioonist ja vase ioonide hulgast lahuses. Töö käik: Katseklaasi valatakse 1ml munavalgu lahust. Lisatakse 1ml 10%-list NaOH lahust ja mõni tilk 1%-list CuSO4 lahust, loksutatakse, mille pärast lahus värvub violetseks. Järeldus: Lahus andis violetse värvuse, sest esineb leeliseline keskkond, mida põhjustas NaOH lisamine lahusele. Pärast lisamist CuSO4, vaskioonid (Cu2+) seostuvad peptiidsideme koostises olevate lämmastiku aatomitega, andes violetse biureetkompleksi. Sellest järeldub, et lahuses on peptiidsidemed ja katses oli kasutusel tõesti munavalk. NH2 H2N
kahte peptiidsidet. Leeliselises keskkonnas annab valk Cu(II)ioonidega sinakasvioletse värvuse, valgu mittetäieliku hüdrolüüsi produktid aga roosa värvusega biureedikompleksi. Cu2+ ioonid seostuvad nelja peptiidsideme koostisesse kuuluva lämmastiku aatomiga, kaks kummastki polüpeptiidahelast või selle fragmendist. Struktuur? Töö käik: Katseklaasi valatakse 1 ml munavalgu lahust. Lisatakse 1 ml 10%- list NaOH lahust ja mõni tilk 1%-list CuSO4 lahust. Katseklaasi sisu loksutatakse hoolikalt. Tulemus: CuSO4 lisamisel muutus lahus lillaks. Järeldus: Segu värvus violetseks ja sellest võib järeldada, et lahus sisaldas kaht või enamat pepiidsidet, mis moodustasid aluselises keskonnas Cu2+-ioonidega violetse kompleksi. 1.1.2 Mulderi reaktsioon. See reaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete (Tyr, Trp, Phe) olemasolu valgus. Kontsentreeritud lämmastikhappe lisamisel denatureerib valk pöördumatult ja sadestub. Katseklaasi
1.1.1 Biureedireaktsioon Biureedireaktsioon on valkude üldreaktsioon, kuna ta on tingitud peptiidsidemete esinemisest. Kompleksi värvuse annab Cu2+-ioonide seostumine nelja peptiidsidemete koostisse kuuluva lämmastiku aatomiga. Kompleksi värvuse intensiivsus sõltub valgu kontsentratsioonist ja vase ioonide hulgast lahuses. Töö käik: Katseklaasi valame 1 ml munavalgu lahust. Lisame 1 ml 10%-list NaOH lahust ja mõni tilk 1%-list CuSO4 lahust, loksutatakse hoolikalt. Tulemus: Lahuse värvus läks violetseks, sellepärast et munavalk sisaldab peptiidsidemeid, mis aluselises keskkonnas(selleks lisasime lahusesse NaOH-d) moodustavad vasksulfaadis olevate Cu2+-ioonidega lillaka kompleksi. Kompleksi struktuur? Biureetkompleksi struktuur: 1.1.2 Mulderi reaktsioon See reaktsioon tõestab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete olemasolu valgus. Aromaatseid tuumi sisaldavad aminohapped on trüptofaan(Trp), türosiin(Tyr) ja
Kõigi lipiidide ühiseks omaduseks on lahustuvus orgaanilistes lahustites. Lipiidi sisaldava lahuse tilga kandmisel paberile ja lahusti aurustumisel moodustub lipiide sisaldava proovi korral paberile rasvaplekk, millest paberi läbipaistvus suureneb. Töö käik Uuritakse kahte tahket materjali, millest üks sisaldab lipiide. · Võetakse 2 kuiva katseklaasi, millesse pannakse umbes 1g tahket ainet · Katseklaasidesse lisatakse mitte rohkem kui 0,5 ml atsetooni · Loksutatakse hoolikalt ja lastakse tahkel materjalil settida · Katseklaasidest kantakse pipetiga tilk filterpaberile ja lastakse kuivada · Kuivi filterpabereid vaadatakse vastu valgust · Esimese proovi paber paistis paremini läbi, seega sisaldas see lipiide 1.3.2. Emulsioonitest Emulsioonid on üks liik kahe- või enamfaasilistest süsteemidest, mida tuntakse kolloidide nime all. Kolloidid koosnevad kahest mittesegunevast vedelikust, millest üks on jaotunud
Rasvapleki proov Kõikide lipiidide ühiseks omaduseks on lahustuvus orgaanilistes lahustites. Lipiidi sisaldava lahuse tilga kandmisel paberile ja lahusti aurustumisel moodustub lipiide sisaldava proovi korral paberile rasvaplekk, millest paberi läbipaistvus suureneb. Rasvaplekk on vastu valgust vaadates muust paberist heledam ja pimeda poole vaadates tumedam. Töö käik Võetakse kahte kuiva katseklaasi 1g erinevat tahket ainet. Mõlemasse katseklaasi lisatakse 0,5ml atsetooni. Loksutatakse hoolikalt ning lastakse tahel ainel settuda umbes 5 minutit. Mõlemast katseklaasist kantakse pipetiga tilk filterpaberile ja lastakse kuivada. Esimesest katseklaasist võetud proov sisaldas lipiide, sest paberile jäi rasvane laik järelikult sisaldab lahus lipiide, teisest katseklaasist võetud lahus mingeid jälgi ei jätnud, mistõttu lahusest puuduvad lipiidid. Emulsioonitest Emulsioonid on üks liik kahe- või enamafaasilistest süsteemidest, mida tuntakse kolloidide nime all
Lipiidi sisaldava lahuse tilga kandmisel paberile ja lahusti aurustumisel moodustub lipiide sisaldava proovi korral paberile rasvaplekk, millest paberi läbipaistvus suureneb. Töö käik Uuritakse kahte tahket materjali, millest üks sisaldab lipiide. · Võetakse 2 kuiva katseklaasi, millesse pannakse umbes 1g tahket ainet. · Mõlemasse katseklaasi lisatakse lisatakse mitte rohkem kui 0,5 ml orgaanilist lahustit, milleks antud katses on atsetoon. · Loksutatakse hoolikalt ja lastakse tahke materjali settimiseks seista umbes 5 minutit. · Kui lahuse kohale on tekkinud selge lahusekiht, siis kantakse mõlemast katseklaasist tilk lahust filterpaberile ja lastakse kuivada. · Kuiva paberit vaadatakse vastu valgust ning varju suunas Esimesest proovist võetud lahusest tekkis paberile rasvaplekk, järelikult sisaldas esimene proov lipiide. 1.3.2 Emulsioonitest
10x lahus 500ml 50ml analüüsitavat vett, 450ml lahjendusvett 25x lahus 500ml 20ml analüüsitavat vett, 480ml lahjendusvett 50x lahus 1000ml 20ml analüüsitavat vett, 980ml lahjendusvett 100x lahus 1000ml 10ml analüüsitavat vett, 990ml lahjendusvett e) Proovivee ettevalmistus lahjenduste tegemiseks Esiteks kontrollitakse nõude puhtust, et mustad nõud tulemusi ei muudaks. Määratakse proovi pH ning enne lahjenduse tegemist loksutatakse proov korralikult läbi. Lahjendused tehakse vastavalt arvutustele. Analüüsitav proov loksutatakse läbi. Mõõdetakse 10x lahuse jaoks 50ml analüüsitavat vett ning lisatakse 500ml mõõtsilindrisse. Lisatakse 3/4 lahjenduslahust ning lisatakse ATU lahust (0,50ml), mis pärsib nitrifikatsiooni, sest nitrifikatsiooni põhjustavate mikroorganismide juuresoleks võib muuta tulemusi, ja täidetakse nõu lahjenduslahusega. Suletakse korgiga ja loksutatakse. 1. Analüüsi läbiviimine
50 ml katseklaasi pipeteeritakse 25 ml 2%-list kaseiini lahust (substraat). Katseklaasile pannakse peale kork ning asetatakse see vesitermostaati 510 minutiks soojenema. Samal ajal võetakse 4 kuiva katseklaasi, nummerdatakse need ning pipeteeritakse igaühte 3 ml 5%-list TKÄ lahust. Kui kaseiini lahus on soojenenud, alustatakse ensüümireaktsiooni kaseiini hüdrolüüsi. Kaseiinile pipeteeritakse juurde 1 ml valmistatud alkalaasi töölahust. Reaktsioonisegu loksutatakse läbi. Fikseeritakse reaktsiooni alguse kellaaeg. Võimalikult kiirelt pipeteeritakse kuiva puhta pipetiga 3 ml reaktsioonisegu esimesse TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi. Katseklaasi loksutatakse hoolega. Suurem katseklaas reaktsiooniseguga asetatakse kiirelt tagasi vesitermostaati. Täpselt viie minuti pärast võetakse uuesti sama pipetiga 3 ml reaktsioonisegu ja pipeteeritakse see teise katseklaasi. Reaktsioonisegu asetatakse tagasi termostaati. Teise katseklaasi sisu loksutatakse.
50 ml katseklaasi pipeteeritakse 25 ml 2%-list kaseiini lahust (substraat). Katseklaasile pannakse peale kork ning asetatakse see vesitermostaati 5-10 minutiks soojenema. Samal ajal võetakse 4 kuiva katseklaasi, nummerdatakse need ning pipeteeritakse igaühte 3 ml 5%-list TKÄ lahust. Kui kaseiini lahus on soojenenud, alustatakse ensüümireaktsiooni – kaseiini hüdrolüüsi. Kaseiinile pipeteeritakse juurde 1 ml valmistatud alkalaasi töölahust. Reaktsioonisegu loksutatakse läbi. Fikseeritakse reaktsiooni alguse kellaaeg. Võimalikult kiirelt pipeteeritakse kuiva puhta pipetiga 3 ml reaktsioonisegu esimesse TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi. Katseklaasi loksutatakse hoolega. Suurem katseklaas reaktsiooniseguga asetatakse kiirelt tagasi vesitermostaati. Täpselt viie minuti pärast võetakse uuesti sama pipetiga 3 ml reaktsioonisegu ja pipeteeritakse see teise katseklaasi. Reaktsioonisegu asetatakse tagasi termostaati. Teise katseklaasi sisu loksutatakse
1.3.1 Rasvapleki proov Lipiidid lahustuvad orgaanilistes lahustites. Kui lipiidi sisaldavat lahust kanda paberile, tekib rasvaplekk ja paberi läbipaistvus suureneb. Vastu valgust vaadates on rasvaplekk heledam, pimeda poole vaadates tumedam. Järeldusi saab teha kauiva prooviga. Töö käik Kahte kuiva katseklaasi pannakse kaht tahket materjali, milles tahetakse lipidi olemasolu kindlaks teha. Mõlemasse lisatakse kuni 0,5 ml orgaanilist lahustit. Loksutatakse ja lastakse umbes 5 minutit seista. Filterpaberile pipeteeritakse mõlemat lahust ja lastakse kuivada. Kuiva paberit vaadata valguse ja varju suunas. Järeldused Lipiide sisaldas proov number 2. Pärast filterpaberi kuivamist, mille käigus orgaaniline lahusti aurus, jäi paberile rasvaplekk, mis vastu valgust vaadates paberi läbipaistvust suurendas. 1.3.2. Emulsioonitest Emulsiooni moodustumisest annab märku selge lahuse muutumine häguseks, sest emulsioonid hajutavad läbivat valgust
Küll aga lahustuvad nad orgaanilistes solventides, nagu kloroform, benseen, aga ka atsetoon, metanool jt. Kui taolises solvendis valmistatud rasvalahus viia hüdrofiilsesse vesikeskkonda ja seda intensiivselt segada või loksutada, siis moodustub õli-vees tüüpi emulsioon. Töö käik: Kahte kuiva katseklaasi valatakse 2 ml 96%-list etanooli ja lisatakse 2 ml kahte erinevat uuritavat lahust, millest üks sisaldab lipiidi, teine mitte. Katseklaase loksutatakse kuni homogeense lahuse moodustumiseni. Seejärel lisatakse mõlemasse 4 ml destilleeritud vett ja loksutatakse taas intensiivselt. Jälgitakse, kumba proovi sisaldavas katseklaasis muutub segu häguseks ja tehakse järeldus lipiidi sisaldumise kohta. Järeldus: Pärast dest vee lisamist ja loksutamist hägustus esimese prooviga tehtud lahus. Sealt järeldub, et esimene proov sisaldab lipiide. 1.3.3 Akroleiiniproov Glütserooli (propaantriooli) kuumutamisel, eriti vett siduvate ainete
määramisel. Töövahendid: Analüütiline kaal, 5 ml mõõtekolb, 50 ml katseklaas, 4 kuiva katseklaasi, kell, pipetid, lehtrid, paberfiltrid, spektromeeter, vesitermostaat, kvartskvürett. Töö käik: Valmistatakse uuritava proteaasi lahus ensüümile sobiva pH väärtusega puhvris. Selleks kaalutakse analüütilisel kaalul 0,0051 g ensüümipreparaati, milleks oli alkalaas, ja seejärel viiakse kvantitatiivselt 5 ml mõõtekolbi. Lisatakse väike kogus boraatpuhvrit ja loksutatakse, kuni ensüüm on lahustunud. Seejärel täidetakse kolb puhverlahusega märgini. Võetakse 50 ml mahuga katseklaas, kuhu pipeteeritakse 25 ml sobiva pH väärtusega 2% kaseiini lahust ja asetatakse vesitermostaati 30 oC juures umbes 5-10 minutiks soojenema. Siis võetakse 4 kuiva katseklaasi pipeteeritakse igaühte 3 ml 5% TKÄ lahust. TKÄ-d kasutan, kuna see ühtlasi inaktiveerib ensüümi ja peatab hüdrolüüsireaktsiooni.
valmistan glükoosi standardlahuse lahjendamise teel proovide järjestikkusel lahjendamisel saades lahused kontsentratsioonidega 0,25 mg/ml, 0,125 mg/ml ja 0,062 mg/ml. Lahjendused tehakse samm-sammulisel lahjendamisel. Selleks valmistatakse esmalt standardlahusest kindla kontsentratsiooniga (0,25mg/ml), saadud lahjendatakse kaks korda ning teist lahust veel omakorda kaks korda. Pärast lahjenduste tegemist loksutatakse lahused korralikult läbi. 3. Värvusreaktsiooni labiviimine: Statiivi asetatakse 6 puhast ja kuiva katseklaasi ning nummerdatakse need. Proovid valmistatakse järgnevalt: Katseklaa Katseklaasi sisu millega on tegu? optiline tihedus s 1 1 ml dest vesi + 3ml tööreaktiiv kontrollproov 0,0690 D 2 1ml uuritav lahus + 3ml tööreaktiiv paraleelkatse 0,1222 D
sahharoos kui mittetaandatav suhkur. Selle hüdrolüüsil uuritava invertaasi preparaadi toimel ja vabanenud taandavate suhkrute glükoosi ja fruktoosi summaarse kontsentratsiooni määramisel reaktsioonisegus põhinebki invertaasi aktiivuse määramise meetod. Töö käik · Invertaasi preparaat, mis kaalutakse analüütilisel kaalul, lahjendatakse atsetaatpuhvriga (pH 4,8) 1 : 50. (0,02 ml preparaati ja u 10 ml atsetaatpuhvrit). Loksutatakse hoolikalt ühtlase segu tekkimiseni. · 50 ml katseklaasi pipeteeritakse 25 ml substraati ( 7 % sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH 4,8) ja kaetakse korgiga. · Katseklaas asetatakse omakorda vesitermostaati 30 kraadi juurde u 5-10 minutiks. · Samal ajal pipeteeritakse kolme koonilisse 250 ml kolbi 10 ml komplekslahust. · Kui termostaadis olev lahus on saavtunad soovitava temperatuuri lisatakse
Kolvid sulgeda korkidega ja loksutada 10 min. Saadud vesiekstraktid filtrida läbi paberfiltri kahte koonilisse kolbi. Katsed toorest ja termiliselt töödeldud lihast väljaekstraheerunud valkude koguse võrdlemiseks. Katse 1 Võetakse 2 katseklaasi, ühte pipeteeritakse 5 ml kuumutatud liha ekstrakti, teise 5 ml toore liha ekstrakti. Mõlemasse katseklaasi pipeteeritakse 1 ml 20%-list sulfosalitsüülhappe lahust, loksutatakse ja lastakse valkudel 10 min jooksul sadeneda. Sademe hulga hindamine: kuumutatud liha ekstraktil sadet ei tekkinud, toorel lihal tekkis sade. Kuumutatud liha ekstraktil ei tekkinud sadet kuna kuumutamisel valgud denatureerusid. Katse 2 Võetakse 2 katseklaasi, pipeteeritakse 5 ml kumbagi lahust ja kuumutatakse keeval veevannil. Kuumutatud liha ekstraktil ei tekkinud sadet, katseklaasi sisu oli läbipaistev- valgud on eelneva kuumutamisega juba denatureerunud. Kuumutamata liha ekstraktil
1.3.1 Rasvapleki proov Lipiid lahustuvad orgaanilistes solventides. Lipiidi sisaldava lahuse tilga kandmisel paberile ja lahusti aurustumisel moodustub lipiide sisaldava proovi korral paberile rasvaplekk, millest paberi läbipaistvus suureneb (vastu valgust vaadates paberist heledam, pimeda poole vaadates tumedam) Töö käik: Kahte kuiva katseklaasi pannakse 1 g uuritavat tahket ainet. Katseklaasidesse lisatakse orgaanilist solventi (atsetooni). Loksutatakse ning lastakse settida 5 min. Kui sademe kohale on settinud selge lahuse kiht, siis kantakse mõlemast katseklaasist tilk lahust filterpaberile ja lastakse kuivada. Kuiva paberit vaadatakse vastu valgust ja varju suunas. Järeldus: Orgaanilise solvendi lisamisel lipiid lahustus. Filterpaberile kandes ja kuivatades oli selgelt näha, et üks lahus muutis paberi läbipaistvust. Pärast teise lahuse kandmiset paberile ja kuivatamist muutub paber endiseks . Lipiidid sisaldusid proovis nr 2. 1.3
· Lahus tehakse 10 ml graduleeritud katseklaasi Ensüümireaktsiooni läbiviimine · Võetakse 50 ml katseklaas, kuhu pipeteeritakse 25 ml 2% kaseiini lahust pH 8,4 juures · Klaas kaetakse korgiga ja asetatakse vesitermostaati 30 kraadi juurde 10 minutiks · Võetakse 4 kuiva katseklaasi ja nummerdadakse · Igaühte pipeteeritakse 3 ml 5% TKÄ lahust · 10 min möödudes pipeteeritakse kaseiinile juurde 1 ml valmistatud proteaasi lahust, reaktsioonisegu loksutatakse ja asetatakse termostaati tagasi. Fikseeritakse reaktsiooni alguse aeg · Peale proteaasi lisamist võetakse kuiva pipetiga 3 ml reaktsioonisegu ning viiakse see esimesse TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi ja loksutatakse · Toimingut korratakse 5, 10 ja 15 minuti möödudes reaktsiooni algusest Reaktisooniproduktide sisalduse määramine ja aktiivsuse arvutamine · Proovidega katseklaasid jäetakse 15 minutiks sademe formeerumiseks seisma
Puhvri (boraatpuhver), lahuse täpse mahu (5 ml) ja ensüümi kontsentratsiooni järgi arvutatakse välja ensüümipreparaadi kaalutise suurus (0,02 g). Analüütilistel kaaludel kaalutakse sobiva suurusega kaaluklaasi vajalik kogus ensüümipreparaati ja viiakse kadudeta gradueeritud katseklaasi. Lisatakse väike kogus puhverlahust ja segatakse klaaspulgaga u 5 min kuni ensüüm on lahustunud. Seejärel täidetakse klaas puhverlahusega ettenähtud mahuni (20 ml) ja loksutatakse läbi, et ensüümi kontsentratsioon lahuses ühtlustuks. Ensüümireaktsiooni (kaseiini hüdrolüüsi) läbiviimine · Võetakse 50 ml mahuga suur katseklaas, kuhu pipeteeritakse 25 ml 2%-list kaseiin lahust. Klaas kaetakse korgiga ja asetatakse vesitermostaati 30 °C juurde umbes 7 minutiks soojenema. · Võetakse 4 kuiva normaalmõõdus (20 ml) katseklaasi ja nummerdatakse. Igaühte pipeteeritakse 3 ml 5%-list TKÄ lahust.
Leeliselises keskkonnas moodustavad Cu2+-ioonid sinakasvioletse, valgu hüdrolüüsi produktidega roosa värvusega biureetkompleksi. Kompleksi värvuse annab Cu2+-ioonide seostumine nelja peptiidsidemete koostisse kuuluva lämmastiku aatomiga. Kompleksi värvuse intensiivsus sõltub valgu kontsentratsioonist ja vase ioonide hulgast lahuses. Töö käik: Katseklaasi valame 1 ml munavalgu lahust. Lisame 1 ml 10%-list NaOH lahust ja mõni tilk 1%-list CuSO4 lahust, loksutatakse hoolikalt. Tulemus: CuSO4 läks lahuse värvus sinakasvioletseks, Järeldus: Munavalgu lahuses esinesid peptiidsidemed. Valmistatud lahus sisaldas vähemalt kahte peptiidsidet. 2 1.1.2 Ksantoprotelinreaktsioon (Mulderi reaktsioon) Reaktsioon näitab aromaatset tuuma sisaldavate aminohapete (Tyr, Phe, Trp) esinemist valgus. Konsentreeritud lämmastikhappe mõjul valk dentaureerub pöördumatult ja sadestub.
Uuritava lahuse (tundmatu proovi) ettevalmistamine Uuritavaks lahuseks käesolevas töös on mee lahus, mis valmistatakse kuuma destilleritud veega, et soodustada süsivesikute lahustumist. Analüütilistel kaaludel kaalutakse 0,1 kuni 0,2 g mett ja viiakse kadudeta 100 ml mõõtekolbi. Selleks loputatakse 2-3 korda kuuma destilleritud veega kaaluklaasi ja viiakse vedelik lehtri abil samasse mõõtekolbi. Kolb täidetakse destilleeritud veega kuni kaelal oleva märgini, suletakse korgiga ja loksutatakse hoolega. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimisgraafiku koostamiseks Glükoosi konsentratsiooni kindlakstegemiseks tuleb koostada kaliibrimisgraafik, mis ühendab endas glükoosi kontsentratsiooni lahuse absorptsiooniga (A) e optilise tihedusega (D) lainepikkusel =410 nm. X-teljel on glükoosi konsetratsioon, y-teljel absorptsiooni väärtus. Glükoosilahuste valmistamisel lähtutakse glükoosi standardlahusest, milles on glükoosi 1,0 mg/ml. Lahjenduste konsentratsioonid: 0,25
(pH 8,4) gradueeritud katseklaasi Ensüümireaktsiooni läbiviimine • Võetakse 50 ml katseklaas, kuhu pipeteeritakse 25 ml 2% kaseiini lahust pH 8,4 juures • Klaas kaetakse korgiga ja asetatakse vesitermostaati 30 kraadi juurde 10 minutiks • Võetakse 4 kuiva 20 ml katseklaasi ja nummerdadakse • Igaühte pipeteeritakse 3 ml 5% TKÄ lahust • 10 min möödudes pipeteeritakse kaseiinile juurde 1 ml valmistatud proteaasi lahust, reaktsioonisegu loksutatakse ja asetatakse termostaati tagasi. Fikseeritakse reaktsiooni alguse aeg • Peale proteaasi lisamist võetakse kuiva pipetiga 3 ml reaktsioonisegu ning viiakse see esimesse TKÄ-d sisaldavasse katseklaasi ja loksutatakse • Toimingut korratakse 5, 10 ja 15 minuti möödudes reaktsiooni algusest Reaktisooniproduktide sisalduse määramine ja aktiivsuse arvutamine • Proovidega katseklaasid jäetakse 15 minutiks sademe formuleerumiseks seisma
Järeldus: Hemoglobiini norm naistel 115-150 g/l, meestel 130-165 g/l. Minu katse tulemus ületab veidi meeste ülemise piiri. Võimalik, et tegin midagi ebatäpselt. ERÜTROTSÜÜTIDE HULGA MÄÄRAMINE KAMBERMEETODIL Määramise käik. Kuiva katseklaasi pipeteeritakse 4 ml 3%-list keedusoola lahust ning lisatakse kapillaarpipetiga 20 l verd, mis puhutakse ettevaatlikult keedusoola lahusesse. Saadakse vere lahjendus 1:200. Katseklaas suletakse korgiga ja loksutatakse. Lugemiskambrile asetatakse katteklaas, kusjuures viimast ei tohi kambrile tugevasti suruda. Katseklaasist võetakse ümmarguse otsaga klaaspulga abil lahjendatud verd ja täidetakse kamber nii, et kogu võrgustik oleks kaetud vedelikuga. Kamber jäetakse 1 minutiks seisma, mille jooksul erütrotsüüdid sadestuvad. Kamber asetatakse mikroskoobi esemelauale ja vaadeldakse väikese suurendusega (objektiiv 10x, okulaar 15x) veidi pimendatud vaateväljas
mõõtebüretis. Kui see 1 min jooksul ei muutu, siis on süsteem vajalikult hermeetiline. Olles veendunud seadme hermeetilisuses, fikseeritakse vedeliku algnivoo mõõtebüretis, kusjuures nivoopudeli tõstmisega võrdsustatakse nivood mõõtebüretis ja nivoopudelis. Märgitakse üles vee temperatuur jahutussärgis ja baromeetri näit. Kraani 10 avamisega lastakse katselahusel 3...5 min jooksul tilkuda kütuseproovile. Reaktsioonianumat loksutatakse mitu korda energiliselt sellega niisutatakse paremini kütust ja kiireneb karbonaatide lagunemine koos süsihappegaasi eraldumisega. Tekkiva süsihappegaasiga mahult võrdne õhu hulk surutakse büretti. Karbonaatide lagunemine loetakse lõppenuks, kui gaasimullide eraldumine lakkab. Enne katse lõpetamist loksutatakse anumat veelkord. Reaktsioon kestab ligikaudu 5 min. Nivoopudeli nihutamisega üles alla võrdsustatakse sulgevedelike nivood
väärtuse saavutamiseni). Stopperi järgi fikseeritakse lahustumise algus ja lõpp. (Vee lisamisel on selgesti näha kahe vedeliku piir, loksutamisel tekib hägu. Hägu kadumist tuleb lugeda lahustumise lõppmomendiks.) Lahustumise alguse ja lõpu hetkede keskmine loetakse reaktsiooni alguseks. See kõik märgitakse protokolli. Katseklaas ja andur loputatakse uuritava lahusega ja seejärel täidetakse sama lahusega. Katseklaas koos anduriga asetatakse termostaati ja loksutatakse selles 2 minutit püsiva temperatuuri saavutamiseks. Seejärel asutakse elektrijuhtivuse mõõtmisele. Registreeritakse erijuhtivus sõltuvalt reaktsiooniajast. Enne mõõtmist loksutatakse reaktsioonisegu. Kaks-kolm mõõtmist tehakse 30 sekundi järel, neli-viis järgmist mõõtmist 1-minutiste vaheaegadega, kaks-kolm iga 5 minuti järel, edasi tehakse mõõtmisi 10 minuti järel ja lõpuks 1 tunni järel. Reaktsioon on lõppenud, kui juhtivus jääb konstantseks. LÕPUKS MÄÄRATAKSE
sisalduvate kõrgmolekulaarsete süsivesikute lahustumist. Analüütilistel kaaludel kaalutakse 0,1-0,2 g mett ja viiakse kadudeta 200 ml mõõtkolbi. Seda tehakse kuuma destilleeritud veega, mida lisatakse vähehaaval mõned korrad keeduklaasi, sisu segatakse klaaspulgaga ja valatakse lehtri abil mõõtkolbi. Kui seda on 3-4 korda tehtud, siis täidetakse mõõtkolb tavalise dest-veega kriipsuni ning ühtlase kontsentratsiooni saavutamiseks loksutatakse lahus läbi. Glükoosilahuste valmistamine kaliibrimisgraafiku koostamiseks Selleks, et glükoosi kontsentratsiooni tundmatus proovis kindlaks teha, tuleb koostada kaliibrimisgraafik, mis seob glükoosi kontsentratsiooni absorptsiooniga (A) ehk optilise tihedusega lainepikkusel 410 nm. X-telg näitab glükoosi kontsentratsiooni ja y-telg absorptsiooni väärtust antud lainepikkusel. Glükoosilahuste valmistamisel lähtutakse glükoosi standardlahusest, mis sisaldab täpselt 1 mg/ml glükoosi
(7%-line sahharoosi lahus atsetaatpuhvris), katseklaas suletakse korgiga ja jäetakse vesitermostaati ~30 juurde soojenema. · Võetakse kolm 250 ml mahuga koonilist kolbi, kuhu pipeteeritakse 10 ml komplekslahust. Kolbidesse viiakse reaktsioonisegust erinevatel aegadel proove, et neis määrata taandavate suhkrute sisaldus. · Kui substraat on termostaadis saavutanud ~30, lisatakse sellele 1 ml uuritavat invertaasi töölahust, loksutatakse ja võetakse võimalikult kiiresti 1 ml uuritavat lahust, katseklaas asetatakse võimalikult kiiresti termostaati tagasi. Samal ajal käivitatakse stopper, et fikseerida reaktsiooni algusaeg. · Esimene proov pannakse ühte koonilisse kolbi, milles on juba komplekslahus. Seda nimetatakse 0-prooviks, mis iseloomustab reaktsiooni algushetke. · 10 minutit peale ensüümireaktsiooni algust võetakse sama pipetiga 1 ml
väärtuse saavutamiseni). Stopperi järgi fikseeritakse lahustumise algus ja lõpp. (Vee lisamisel on selgesti näha kahe vedeliku piir, loksutamisel tekib hägu. Hägu kadumist tuleb lugeda lahustumise lõppmomendiks.) Lahustumise alguse ja lõpu hetkede keskmine loetakse reaktsiooni alguseks. See kõik märgitakse protokolli. Katseklaas ja andur loputatakse uuritava lahusega ja seejärel täidetakse sama lahusega. Katseklaas koos anduriga asetatakse termostaati ja loksutatakse selles 2 minutit püsiva temperatuuri saavutamiseks. Seejärel asutakse elektrijuhtivuse mõõtmisele. Registreeritakse erijuhtivus sõltuvalt reaktsiooniajast. Enne mõõtmist loksutatakse reaktsioonisegu. Kaks-kolm mõõtmist tehakse 30 sekundi järel, neli-viis järgmist mõõtmist 1-minutiste vaheaegadega, kaks-kolm iga 5 minuti järel, edasi tehakse mõõtmisi 10 minuti järel ja lõpuks 1 tunni järel. Reaktsioon on lõppenud, kui juhtivus jääb konstantseks. LÕPUKS MÄÄRATAKSE
Tiitrimiseks kulunud vasksulfaadi lahuse mahu järgi leitakse kaliibrimissirgelt taandavate suhkrute kontsentratsioon reaktsioonisegus. Invertaasi aktiivsus avaldataks e mikrokatalites ensüümlahuse 1 ml kohta. Töö käik Ensüümpreparaadist töölahuse valmistamine Automaatpipeti abil viiakse gradueeritud katseklaasi 0,25 ml vedelat ensüümpreparaati. Katseklaas täidetakse 10 ml-ni puhverlahusega. Katseklaas suletakse korgiga ja loksutatakse kontsentratsiooni ühtlustamiseks. Ensüümreaktsiooni läbiviimine 50 ml katseklaasi pipetaaritakse 25 ml substraati: 7% sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH-ga 4,8. Katseklaas suletakse korgiga ning asetatakse 5-10 minutiks vesitermostaati soojenema. Kolme 250 ml koonilisse kolmgi pipeteeritakse 10 ml komplekslahust. Kui substraat on termostaadis vastava aja soojenenud, võetakse see välja
nikkeldimetüülglüoksimaadi sade. Seda reaktsiooni võib läbi viia ka tilkreaktsioonina: filterpaberile kantakse tilk analüüsitavat lahust, sellele lisatakse tilk dimetüülglüoksiimi lahust. Seejärel hoitakse filterpaberit avatud NH3* H2O pudeli kohal. Roosakaspunase laigu tekkimine tõestab Ni2+-ioonide olemasolu. Co2+- ioonide tõestamine 4...5 tilgale lahusele lisatakse ligikaudu 4 tilka ammooniumtiotsüanaadi küllastatud vesilahust ja 5...6 tilka pentanooli ning loksutatakse tugevasti. Tekib tetratiotsüanatokobaltaat(2) -ioon, mis vesilahusele annab roosakaspunase, lahuse peale kogunevale alkoholi kihile aga rohekassinise värvuse. Juhul, kui ka lahuse pealmine, pentanooli kiht on punase värvusega, sisaldab lahus Fe3+-ioonide jälgi, mis segavad Co2+ -ioonide tõestamist, kattes rohekassinise värvuse. Sel juhul tuleb Fe3+ -ioonid nende segava toime kõrvaldamiseks siduda PO43 -ioonidega kompleksi. Selleks lisatakse
hüdrolüüsitakse väävelhappega,rasv eraldatakse tsentrifuugimisel.Rasva eraldamise kiirendamiseks lisatakse isopentüülalkoholi.Tulem loetakse bütoromeetril skaalal. KATSE KÄIK.Butüromeetrisse mõõdetakse 10 ml väävelhapet, lisatakse pipetiga 5 ml vett ja 5 ml kohupiima.Pipeti ots hoiakse vastu butüromeetri seina 45°C nurga all.Seejärel lisatakse 1 ml isopentüülalkoholi.Butüromeetri kael puhastatakse, butüromeeter suletakse kuiva kummikorgiga ja loksutatakse butüromeetrit 2-3 kordaümber, et hape seguneks täielikult lahusega.Pärast valkude lahustamist asetatakse butüromeetrid 5 minutiks 65±2°C veevanni. Veevannist võetud butüromeetrid asetatakse tsentrifuugi pandrunitesse korgipoolne ots allapoole.Butüromeetrid peavad paiknema sümeetriliselt. Butüromeetrid võetakse välja,reguleeritakse korgi keeramisega rasvasaba asetus nii,et see paiknes butüromeetro skaala osas ja loetakse tulem
Kompleksi värvus on tingitud Cu2+-ioonide koordinatiivsest seostumisest nelja peptiidsidemete koostisse kuuluva lämmastiku aatomiga, kaks kummastki polüpeptiidahelast või selle fragmendist. Kompleksi värvuse intensiivsus sõltub valgu kontsentratsioonist ja vase ioonide hulgast lahuses. Töö käik Katseklaasi valatakse 1 ml munavalgu lahust. Lisatakse 1 ml 10%-list NaOH lahust ja mõni tilk 1%-list CuSO4 lahust. Katseklaasi sisu loksutatakse hoolikalt. Reaktsiooni kiirendamiseks võib katseklaasi vesivannil soojendada. Jälgitakse reaktsioonisegu värvuse muutumist ja selgitatakse nähtust. 9 1.1.2 Ksantoproteiinreaktsioon (Mulderi reaktsioon) Ksantoproteiinreaktsioon (xanthos kollane, kr k) tõestab aromaatset tuuma sisalda-vate aminohapete (Tyr, Trp, Phe) olemasolu valgus. Kontsentreeritud lämmastikhappe lisamisel denatureerib valk pöördumatult ja sadestub
Lahjendusete (lahjendatud glükoosilahuste) valmistamiseks võetakse kolm puhast, kuiva kalibreeritud (jaotusega varustatud) katseklaasi, kuhu pipeti abil mõõdetakse eelnevalt väljaarvutatud kogus glükoosi standardlahust ja lisatakse destilleeritud vett nii palju, kui on vajalik lahuse lõppmahu saavutamiseks( antud juhul on vajalik 20 ml kokku). Katseklaasid suletakse korkidega ja loksutatakse ühtlustamiseks läbi. Reaktsiooni läbiviimine Reaktsioon viiakse läbi katseklaasides toatemperatuuril. Selleks pannakse katseklaaside statiivi 6 puhast ja kuiva katseklaasi. Asjalik on ka katseklaasid markeriga ära märkida. Kontrollkatse, mis näitab tööreaktiivist tingitud absorptsiooni, viiakse destilleeritud veega. Uuritava lahusega tehakse kaks paralleelkatset, glükoosi standardlahusest valmistatud lahjendustega igaühega üks katse:
elektrijuhtivuse väärtuse saavutamiseni). Stopperi järgi fikseeritakse lahustumise algus ja lõpp. (Vee lisamisel on selgesti näha kahe vedeliku piir, loksutamisel tekib hägu. Hägu kadumist tuleb lugeda lahustumise lõppmomendiks.) Lahustumise alguse ja lõpu hetkede keskmine loetakse reaktsiooni alguseks. See kõik märgitakse protokolli. Katseklaas ja andur loputatakse uuritava lahusega ja seejärel täidetakse sama lahusega. Katseklaas koos anduriga asetatakse termostaati ja loksutatakse selles 2 minutit püsiva temperatuuri saavutamiseks. Seejärel asutakse elektrijuhtivuse mõõtmisele. Registreeritakse erijuhtivus sõltuvalt reaktsiooniajast. Enne mõõtmist loksutatakse reaktsioonisegu. Kaks-kolm mõõtmist tehakse 30 sekundi järel, neli-viis järgmist mõõtmist 1- minutiste vaheaegadega, kaks-kolm iga 5 minuti järel, edasi tehakse mõõtmisi 10 minuti järel ja lõpuks 1 tunni järel. Reaktsioon on lõppenud, kui juhtivus jääb konstantseks. LÕPUKS MÄÄRATAKSE
analüüsitavat lahust, sellele lisatakse tilk dimetüülglüoksiimi lahust. Seejärel hoitakse filterpaberit avatud NH3· H2O pudeli kohal. Roosakaspunase laigu tekkimine tõestab Ni2+-ioonide olemasolu. Tõestasin tilkreaktsiooniga. Tekkis roosakaspunane laik, kuid seistes muutus laik rohekaks, reaktsiooni segas Fe3+-ioonid. Co2+- ioonide tõestamine 4...5 tilgale lahusele lisatakse ligikaudu 4 tilka ammooniumtiotsüanaadi küllastatud vesilahust ja 5...6 tilka pentanooli ning loksutatakse tugevasti. Tekib tetratiotsüanatokobaltaat(2) -ioon, mis vesilahusele annab roosakaspunase, lahuse peale kogunevale alkoholi kihile aga rohekassinise värvuse. Juhul, kui ka lahuse pealmine, pentanooli kiht on punase värvusega, sisaldab lahus Fe3+-ioonide jälgi, mis segavad Co2+ -ioonide tõestamist, kattes rohekassinise värvuse. Sel juhul tuleb Fe3+ -ioonid nende segava toime kõrvaldamiseks siduda PO43 -ioonidega kompleksi. Selleks lisatakse
näidatakse ära tulemused. 1.3.1 Rasvapleki proov Rasvapleki proovi katses kasutatakse orgaanilist lahustit (atsetoon), et ära määrata kas tahkes aines on rasva või mitte. Kasutatakse filterpaberit, kuhu peale pannakse läbi lahustatud kaks proovi kus kus ühes on rasva ja teises ei ole. 1. Võtta kaks filterpaberit, kaks katseklaasi. 2. Katseklaasidesse panna 1 g vastavad tahket ainet (proov 1 ja proov 2). 3. Lisada 0,5 ml orgaanilist solventi ja loksutatakse hoolikalt. 4. Tahke materjali settimise jaoks lastakse 5 minutit katseklaasidel olla. 5. Filterpaberile panna klaaspulgaga mõlemast katseklaasist üks tilk ja oodata kuni filterpaberil olev ,,täpike" ära kuivab. 6. Ära määrata kummas tundmatus tahkes aines oli rasva ja kummas mitte. Järeldus: Esimeses proovis oli rasva sees ja seda oli näha sellega, et kui vaatada valguse poole läbi paberfiltri, siis täpike oli natukene läbipaistev. Teisel filterpaberil seda ei olnud. 1.3
glükoos 1.2.3 Hõbepeegli reaktsioon Taandavate suhkrute molekulides sisalduv aldehüüdrühm taandab mitmete metallide sooli. Ammoniakaalsest hõbenitraadi lahusest(Tolleni reagent) sadestub metalliline hõbe taandavate suhkrute toimel välja, moodustades katseklaasi pinnale peegli. Töö käik: Katseklaasi valatakse 1 ml 1%-list AgNO3 lahust, lisatakse 0,5 ml kontsentreeritud NH4OH lahust. Seejärel lisatakse 1 ml glükoosi lahust. Loksutatakse hoolikalt ning soojendatakse veevannis. Tulemus: Katse ebaõnnestus. Klaasi tekkis hall hägu. See oli arvatavasti tingitud katseklaasi mustusest. Õnnestunud katse korral oleks taandunud hõbe sadestanud klaasi seintele peeglina ning näinud välja järgmine: 1.2.4 Sahharoosi hüdrolüüsi kontroll Fehlingi lahustega Fehlingi I ja II lahuse kokkusegamisel saadakse leeliseline vask(II)tartaatkompleks. Seda kasutatakse taandavate suhkrute määramisel. Struktuur
prooviti keerata. Antud proovis keeramisel nööri voolimine oli peaaegu, et võimatu. Ligikaudse huumusesisalduse määramiseks on tarvis teada mulla lõimist, värvust ja niiskust. Antud proovi puhul on tegemist parasniiske mullaga, lõimis on kerge liivsavi ning värvus mustjashall. Liikuvate toitainete määramiseks kasutatakse Mehlich 3 meetodit. Selleks kaalutakse 2,5 grammi mulda ja mullale lisatakse 25 ml ekstraheerivat lahust. Järgmisena loksutatakse lahust 10 min. Peale loksutamist lahus filtreeriti. Lõpptulemus: Peenest oli 93,8% ja korest oli kokku 4,6% (10mm – 1,5%, 2mm- 0,7%, 1-2mm – 3,9%) .Mulla happesus pH meetriga mõõdetuna oli 5,3 ja universaalse indikaatoriga oli näit 5,4. Mulla lõimiseks on kerge liivsavi mille füüsikalise savi sisaldus on 20- 30% ning huumuse protsent on 2-3% .
rasvaplekk muust paberist heledam ja pimeda poole vaadates tumedam. Katse põhjal saab järeldusi teha vaid kuiva prooviga paberit uurides, sest niiske paberi läbipaistvus on suurem ka lipiide mitte sisaldavate lahuste korral Töö käik · Uuritakse kahte tahket segu, millest 1 sisaldab lipiide. · Kahte kuiva katseklaasi pannakse umbes 1 g tahket ainet, milles soovitakse lipiidi kindlaks teha. · Mõlekasse katseklaasi lisatakse 0,5 ml atsetooni, loksutatakse. · Segul lastakse settida umbes 5 minutit. · Kui sademe kohale on tekkinud selge lahuse kiht, kantakse mõlemast katseklaasist klaaspulgaga tilk lahust paberile ja lastakse kuivada. · Kuiva paberit vaadatakse vastu valgust ja tehakse järeldus, kumb proov sisaldas lipiide. Katse tulemused Esimene proov, mis filterpaberile kandsin, jättis rasvapleki. Teine proov ei jätnud plekki. Järeldus
lahjenemine ja kolmas dissotsiatsiooniaste on väga väike, siis tavaliselt esineb kõveral vaid kaks hüpet. Praktikas kasutatakse tiitrimist esimese lõpp-punkti määramisega H3PO4 + KOH = KH2PO4 + H2O Töö käik. Määratakse kontsentreeritud fosforhappe kontsentratsioon. Selleks tuleb lahjendada fosforhapet 100 korda. (Võtta 2,5 cm3 konts. fosforhapet ja viia 250 cm3 mõõtekolbi, mis täidetakse selle järel dest. veega mõõtjooneni.) Kolb suletakse korgiga ja loksutatakse korralikult lahus segamini. Kolvist pipeteeritakse 150 cm3 keeduklaasi ühemahupipetiga 25,00 cm3 lahjendatud fosforhappe lahust ja lisatakse mõõtesilindriga 25 cm3 vett Bürett täidetakse 0,2 M KOH lahusega ja fikseeritakse selle täpne (0,0001M) kontsentratsioon.Klaas lahusega paigutatakse pH-meetri statiivile, pannakse lahusesse magnetsegur ja lastakse sisse elektroodid (klaas- ja hõbe-hõbekloriidelektroodid). NB
Katseklaasi sisu segati 5min vältel ettevaatlikult. · Võeti 50ml mahuga katseklaas, kuhu pipeteeriti 25ml substraati, milleks on 7% sahharoosi lahus atsetaatpuhvris pH = 4,8. Katseklaasile pannakse kork ning asteatakse 10 minutiks vesitermostaati 30±1C juurde. · Võeti kolm 250ml koonilist kolbi, kuhu pipeteeriti 10ml komplekslahust. · Kui substraat saavutas termostaadis õige temperatuuri lisatakse 0,5ml uuritavat töölahust, loksutatakse läbi ja pipeteeritakse kiiresti 0,5ml töölahust ühte komplekslahusega kolbi ning käivitatakse stopper. · 10 ja 20 minuti pärast pipeteeritakse ülejäänud kahte koonilisse kolbi 0,5ml töölahust. · Koonilsi kolbe keeta elektripliidil püstjahutiga 10min alates keema mineku hetkest ning lõpetada keetmine lisades 150ml destileeritud vett. · Kõikidesse kolbidesse lisada indikaatorina kolm tilka mureksiidi vesilahust, mis annab kolvis olevale
2,5% HCl lahust. Mõõtesilindriga mõõdetakse 250ml koonilisse kolbi arvutatud kogus vett ja lisatakse tõmbe all väiksese mõõtesilindriga vajalik kogus kontsentreeritud soolhapet. Kolb suletakse korgiga ja lahus segatakse tõmbe all ringikujuliste liigutustega. Saadud soolhappelahusest teha viiekordne lahjendus, milleks pipeteeritakse destilleeritud veega loputatud 100 ml mõõtekolbi 20 ml lahust, vett lisatakse kriipsuni, suletakse korgiga ning loksutatakse intensiivselt. Pipetid ja bürett loputatakse eelnevalt töölahusega pipett HCl lahusega ja bürett NaOH lahusega, et vee- või teistsuguse kontsentratsiooniga lahuse piisad pipeti ja büreti seintel ei muudaks mõõdetava lahuse kontsentratsiooni. Soolhappelahuse kontsentratsiooni määratakse tiitrimisega. Destilleeritud veega loputatud koonilisse kolbi pipeteeeritakse 100ml 5x lahjendusega HCl lahust ja lisatakse 2-3 tilka fenoolftaleiinilahust.
0,125 30,8 15,0 97,0 3,0 <0,125 6 2,9 99,9 0,1 Pandi sõelale 205,0 g*(kogu mass) Tabel 5. RT 33-10386 viimistluskrohvi valmistamiseks kasutatava liiva soovituslik terastikiline koostis ja piirid. Huumusesisalduse määramine. Huumusesisalduse määratakse kolorimeetriliselt. Liiv puistatakse 250-ml mensuuri 130 ml jooneni ning valatakse peale 3%-list NaOH lahust kuni 200 ml jooneni. Mensuuri loksutatakse energiliselt ja jõetakse 24 tunniks seisma. Seejõrel hinnatakse lahuse võrvust, võõreldes seda etalonvärvusega. Liiv on betoonis kasutamiseks kõlblik, kui lahus pole tumedam etaloni värvusest. Järeldus:
· Võeti 4 kuiva katseklaasi ning nummerdati need. Igasse katseklaasi pipeteeriti 3ml 5% TKÄ lahust. · Kaseiini lahusele pipeteeriti juurde 1ml valmistatud alkalaasi töölahust ning loksutati kiiresti läbi. Pärast loksutamist võeti kuiva pipetiga 3ml reaktsioonisegu ning pipeteeriti TKÄ lahusesse. Käivitatati ka stopper. · 5 minuti pärast võeti sama pipetiga 3ml reaktsioonisegu ning pipeteeriti teise katseklaasi ja katseklaasi sisu loksutatakse hoolega läbi. Sama operatsiooni korratakse veel 10-ndal ja 15-ndal minutil. · Proovidega katseklaasid jäeti 15-ks minutiks seisma, ning valmistatati ette neli puhast (ja kuiva) katseklaasi ja varustatkati need lehtrite ja paberfiltritega. · Proovid filtritakse kuivadesse katseklaasidesse. Kuna esimesel filtrimisel ei saanud päris läbipaistvat lahust siis filtrisin kaks korda.
o lahustiks kasutatakse atsetaatpuhvrit pH 4,8 · Ensüümireaktsiooni läbiviimine o 50ml katseklaasi pipeteeritakse 25ml substraati (7% sahharoos atsetaatpuhvris) o katseklaas varustatakse korgiga o katseklaas 10 minutiks vesitermostaati 30 kraadi juurde soojenema o võetakse 3 250ml koonilist kolbi, kuhu pipeteeritakse 10ml komplekslahust o 10min pärast lisatakse substraadile 0,5ml invertaasi töölahust, loksutatakse läbi ja asetatakse tagasi termostaati o kohe pärast segu läbiloksutamist võetakse sellest 1ml lahust ja viiakse ühte komplekslahuse kolbi (0-proov) o järgmised 2 proovi võetakse 10 ja 20 minuti möödudes invertaasi lisamisest o reaktsioonisegu eemaldatakse termostaadist · Reaktsiooniproduktide sisalduse määramine ja aktiivsuse arvutamine o Cu(II) taandamine ja Cu2O sademe teke toimub keemistemperatuuril
annaabi.ee 
